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鸡蛋花多糖提取工艺优化及生物活性研究

来源：花匠小妙招时间：2024-11-18 00:05

鸡蛋花为夹竹桃科（Apocynaceae）鸡蛋花属植物鸡蛋花（Plumeria rubra Linn.cv. Acutifolia）的干燥花，别名缅栀子、蛋黄花等。原产于墨西哥，在我国主要分布于广东、广西、海南等省区[1]。鸡蛋花是岭南地区常用药材，具有清热、利湿、解暑之功效。民间常采其泡茶、煲汤，用于消暑。鸡蛋花是“王老吉凉茶”、“五花茶”等广式凉茶的主要配方材料之一[2]。由于鸡蛋花的特殊香气，其提取物可用作高级化妆品、香皂和食品添加剂。化学成分研究表明鸡蛋花主要含有三萜[3]、环烯醚萜[4-5]、黄酮[6]、糖类、脂肪族类等化合物[7-8]。现代药理研究表明鸡蛋花提取物具有抗氧化[6]、抗菌[9]、抗肿瘤[10]、降血糖[11]等活性。多糖是广泛存在于植物、动物和微生物中一种分子结构复杂且庞大的糖类物质，具有抗氧化[12]、免疫调节[13]、抗肿瘤[14]、抗菌[15]、抗炎[16]、抗病毒[17]、降血糖及降血脂[18-19]等广泛的生物活性。

不同鸡蛋花属的不同部位、不同溶剂提取物具有不同的药理活性，如P. acuminate （leaves）甲醇提取物具有抗氧化和清除自由基的活性[20]，DAWOOD等[21]从白鸡蛋花（Plumeria alba L.）叶中提取了粗多糖，并证明其具有较强的抗氧化能力。引入我国药食同源的是黄鸡蛋花(Plumeria rubra Linn.cv. Acutifolia）。广式凉茶具有祛暑败火气，清热解毒、生津止渴的功效。何蓉蓉等[22]以王老吉凉茶为药物，通过葡萄糖耐受实验来观察应激和血糖代谢的关系，测定小鼠体内氧化水平和抗氧化能力的变化。结果表明：王老吉凉茶不仅能降低血浆中丙二醛（MDA）的含量，同时能够显著提高体内的抗氧化能力指数（ORAC）水平，可明显缓解机体内的氧化应激状态，改善糖代谢不足。

目前，对鸡蛋花的研究主要集中在环烯醚萜类和挥发油方面，而关于鸡蛋花多糖的研究鲜有报道。因此，本文首次对鸡蛋花多糖提取工艺及抗氧化、抗菌、抗肿瘤活性进行研究，为鸡蛋花在食品、医药方面的进一步开发利用提供科学依据。

1. 材料与方法

1.1 材料与仪器

鸡蛋花干燥花采于中国科学院南海生物医学药科技产业中心；葡萄糖、苯酚、过硫酸钾、1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（DPPH）、2,2'-联氮-双-3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸（ABTS）、二甲基亚砜上海麦克林生化科技有限公司；CCK-8细胞毒性检测试剂盒亚科因（武汉）生物技术有限公司；LB培养基青岛海博生物技术有限公司；DMEM培养基和胎牛血清 Biological Industries；胰酶、PBS　美国Gibco公司；青霉素、链霉素上海抚生有限公司；菌种（大肠杆菌、金黄色葡萄球菌、铜绿假单胞菌、肺炎克雷伯菌、鲍曼不动杆菌）广东省微生物菌种保藏中心；细胞（A375细胞、B16细胞、MCF-7细胞、DLD-1细胞）中国科学院上海细胞中心；其它化学试剂均为分析纯。

060ST超声波清洗器　深圳市华策科技有限公司；TG16-WS低温高速离心机美国Beckman公司；UV-2700 紫外分光光度计岛津企业管理（中国）有限公司；EPOCH 酶标仪美国Bio Tek公司；LRH-150 智能生化培养箱郑州生元仪器有限公司；BB 5060 二氧化碳培养箱致微（厦门）仪器有限公司。

1.2 实验方法 1.2.1 鸡蛋花多糖（PRLAP）提取工艺

取鸡蛋花干燥花粉末→石油醚脱脂→超声辅助水提→提取液浓缩→离心→ Sevage法除蛋白质→体积分数95%乙醇沉淀→洗涤沉淀→冷冻干燥→鸡蛋花多糖（PRLAP）。

将晒干的鸡蛋花干燥花粉碎，过60目筛，得鸡蛋花粉末，取500 g鸡蛋花粉末放入10 L的三口瓶中，加入10倍体积的石油醚进行脱脂、脱色至石油醚颜色接近无色，过滤，将鸡蛋花滤渣放置烘箱中烘干，常温下冷却后，混匀转移到保鲜袋中备用。称取上述处理后的鸡蛋花粉末1 g放置于50 mL三角瓶中。在一定超声功率、液料比、提取时间和提取温度下进行PRLAP的提取，待提取液冷却到室温，在10000 r/min条件下离心1 min，用Sevage法除蛋白质：取PRLAP溶液4 mL，氯仿-正丁醇（预先配制成体积比为4:1混合液）溶液1 mL，置于具塞试管中，充分振摇30 min后，10000 r/min离心1 min，然后将水相与氯仿相分开，将水相再加入相当于其体积1/4的氯仿-正丁醇溶液，重复上述过程，直至蛋白质除掉。将除蛋白后的提取液用95%的乙醇4 ℃醇沉12 h，之后在10000 r/min条件下离心1 min，弃去上清液，将得到的醇沉物溶解于水中，最后冷冻干燥得鸡蛋花多糖。

1.2.2 单因素实验设计

称取1 g鸡蛋花粉末3份，固定料液比1:40（g/mL）、提取时间30 min，提取温度40 ℃，分别测定超声功率在216、240、264、288、312 W时PRLAP得率。

称取1 g鸡蛋花粉末3份，固定超声功率288 W、提取时间30 min、提取温度40 ℃，分别测定料液比在1:20、1:30、1:40、1:50、1:60（g/mL）时PRLAP得率。

称取1 g鸡蛋花粉末3份，固定超声功率288 W、料液比1:50（g/mL）、提取温度40 ℃，分别测定提取时间在10、20、30、40、50 min时PRLAP得率。

称取1 g鸡蛋花粉末3份，固定超声功率288 W、料液比1:50（g/mL）、提取时间40 min，分别测定提取温度在35、40、45、50、55 ℃时PRLAP得率。

1.2.3 正交试验优化

鸡蛋花多糖提取工艺根据单因素实验结果选择超声功率、料液比、提取时间、提取温度为自变量，多糖得率为因变量，进行四因素三水平正交试验，试验因素设置见表1。

表 1 L9（34）正交试验因素水平及编码

Table 1. The factors and levels of L9(34)orthogonal experiment

水平因素A超声功率
（W）B料液比
（g/mL）C提取时间
（min）D提取温度
（℃） 12641:40203522881:50304033121:604045 1.2.4 PRLAP的测定 1.2.4.1 葡萄糖标准曲线的绘制

称取真空干燥的葡萄糖标准品10 mg定容到100 mL容量瓶中，配成0.1 mg/mL的葡萄糖标准溶液。分别精密移取葡萄糖标准溶液0、0.2、0.4、0.6、0.8 mL于大试管中，补加蒸馏水至1 mL，分别加入1 mL 5%苯酚，摇匀，再分别加入5 mL浓硫酸，于37 ℃水浴静置30 min，在488 nm测吸光值。以葡萄糖浓度C为横坐标（mg/mL），吸光值A为纵坐标，绘制葡萄糖标准曲线回归方程为：A=0.0094C+0.0928，R2=0.993。

1.2.4.2 PRLAP含量测定

采用苯酚－硫酸法[23]进行PRLAP含量的测定。准确吸取样品溶液1 mL于试管中，分别加5%苯酚溶液1 mL，振荡摇匀，再分别加入浓硫酸5 mL，振荡摇匀，于37 ℃水浴放置30 min，488 nm测定吸光值。根据测得的吸光值带入标准曲线回归方程，计算PRLAP浓度。根据公式（1）计算PRLAP得率。

式中：c表示根据吸光度值计算出的鸡蛋花多糖质量浓度，g/mL；V表示提取液总体积，mL；n表示稀释倍数；m表示鸡蛋花取样量，g。

1.2.5 PRLAP体外抗氧化活性研究 1.2.5.1 DPPH自由基清除率测定

根据WANG等[24]的方法稍作修改。取不同浓度（0.01562、0.03125、0.0625、0.125、0.25、0.5、1 mg/mL）的PRLAP溶液以及相同浓度下的阳性对照VC对DPPH自由基清除率进行测定。步骤如下：实验组于96孔板中依次加入上述浓度下的PRLAP或VC 50 μL、0.1 mmol/L的DPPH溶液150 μL；实验对照组依次加入上述浓度下的PRLAP或VC 50 μL、蒸馏水150 μL；空白对照组依次加入蒸馏水50 μL、0.1 mmol/L的DPPH溶液150 μL。室温避光处理30 min，517 nm处测其吸光度，根据公式（2）计算PRLAP和VC的清除率：

清除率(%)=(1−A1−A2A0)×100" role="presentation">清除率(%)=(1−A1−A2A0)×100

(2)

式中: A1：不同浓度的PRLAP或VC加DPPH测得的吸光值；A2：不同浓度的PRLAP或VC加水测得的吸光值；A0：只加水和DPPH所测得的吸光度值。

1.2.5.2 ABTS自由基清除率测定

根据TANG等[25]的方法稍作修改。取不同浓度（0.01562、0.03125、0.0625、0.125、0.25、0.5、1 mg/mL）的PRLAP溶液以及相同浓度下的阳性对照VC对ABTS自由基清除率进行测定。步骤如下：实验组于96孔板中依次加入上述浓度下的PRLAP或VC 50 μL、7 mmol/L ABTS和4.95 mmol/L K2S2O8混合液150 μL；实验对照组依次加入上述浓度下的PRLAP或VC 50 μL、蒸馏水150 μL；空白对照组依次加入蒸馏水50 μL、7 mmol/L ABTS和4.95 mmol/L K2S2O8混合液150 μL。室温避光处理30 min，734 nm处测其吸光值，根据公式（3）计算PRLAP和VC的清除率：

清除率(%)=(1−A1−A2A0)×100" role="presentation">清除率(%)=(1−A1−A2A0)×100

(3)

式中：A1表示不同浓度的PRLAP或VC加ABTS和K2S2O8混合液测得的吸光值；A2表示不同浓度的PRLAP或VC加水测得的吸光值；A0表示只加水和ABTS和K2S2O8混合液所测得的吸光度值。

1.2.5.3 OH自由基清除率测定

根据王迦琦等[26]的方法稍作修改。取不同浓度（0.01562、0.03125、0.0625、0.125、0.25、0.5、1 mg/mL）的PRLAP溶液以及相同浓度下的阳性对照VC对OH自由基清除率进行测定。步骤如下：实验组于96孔板中依次加入预先配制9 mmol/L的FeSO4、上述浓度下的PRLAP或VC、9 mmol/L水杨酸以及8.8 mmol/L 30% H2O2 各50 μL；实验对照组依次加入9 mmol/L的FeSO4、上述浓度下的PRLAP或VC、蒸馏水以及8.8 mmol/L 30% H2O2各50 μL；空白对照组依次加入9 mmol/L的FeSO4、蒸馏水、9 mmol/L水杨酸以及8.8 mmol/L 30% H2O2各50 μL。摇床混匀，室温静置30 min后，510 nm处测其吸光度值，根据公式（4）计算PRLAP和VC的清除率：

清除率(%)=(1−A1−A2A0)×100" role="presentation">清除率(%)=(1−A1−A2A0)×100

(4)

式中：A1表示不同浓度的PRLAP或VC加入FeSO4、水杨酸、H2O2测得的吸光值；A2表示不同浓度的PRLAP或VC加入FeSO4、蒸馏水、H2O2测得的吸光值；A0表示蒸馏水加入FeSO4、水杨酸、H2O2测得的吸光度值。

1.2.6 PRLAP抑菌活性测定

采用微量肉汤稀释法测PRLAP对供试菌的MIC。具体步骤如下：将大肠杆菌（Eco）、金黄色葡萄球菌（Sau）、铜绿假单胞菌（Pae）、肺炎克雷伯菌（Kpn）、鲍曼不动杆菌（Ab）在牛肉膏蛋白胨培养基接种后，于37 ℃培养24 h，制备105 CFU/mL菌悬液和50 mg/mL PRLAP溶液。在96孔板中进行样品稀释和接种，2～11孔每孔加入营养肉汤100 μL，第12孔中加入营养肉汤200 μL；第1孔中加入50 mg/mL PRLAP溶液200 μL，倍比稀释至第10孔；1～11孔均加入100 μL菌液；37 ℃培养箱孵育16～18 h。此外需设置色素对照，96孔板中第1孔中加入50 mg/mL PRLAP溶液200 μL，2～11孔每孔加入营养肉汤100 μL，第12孔加入营养肉汤200 μL，最后1～11孔均加入100 μL菌液，用酶标仪在600 nm测吸收值，将试验组1～10孔吸光值与色素对照组1～10孔吸光值做差，然后将差值与试验组第11孔（阳性对照组）和第12孔（阴性对照组）结果作比较，差值接近试验组第12孔与色素对照第12孔之差的最小浓度为MIC。

1.2.7 PRLAP对肿瘤细胞活力的影响

采用CCK-8法测定PRLAP对肿瘤细胞活力抑制率。首先用DMEM基础培养基将PRLAP配制成0、3.125、6.25、12.5、25、50、100 μg/mL 7个给药浓度。在37 ℃饱和湿度、5% CO2条件下培养A375、DLD-1、B16和MCF-7细胞。取对数生长期的细胞，分装到96孔板中，调整细胞浓度使每孔约5000个细胞，在CO2培养箱中培养24 h。取不同浓度（0、3.125、6.25、12.5、25、50、100 μg/mL）的PRLAP溶液，依次从低浓度到高浓度加入96孔板中，每孔100 μL，在37 ℃培养箱中培养48 h。吸出孔内溶液，然后向每孔内加入100 μL含10% CCK-8试剂的基础培养基，在37 ℃培养箱内培养1~2 h，用酶标仪在450 nm处检测吸收值，根据公式（5）计算细胞活力。

式中：A0表示空白对照吸光值；An表示加入样品溶液吸光值。

1.3 数据处理

实验结果均为三次平行实验，数据表示为Mean（平均值）±SD（标准差）。并采用Microsoft Office Excel 2019、SPSS 23.0及GraphPad Prism 8软件进行实验数据的处理、分析及绘图。

2. 结果与分析

2.1 单因素实验结果 2.1.1 超声功率对PRLAP得率的影响

从图1可以看出，超声功率在216～288 W范围内多糖得率随功率升高而增大，到288 W时达到最大值为5.24%±0.12%，这是由于超声波的空化作用使细胞易于破碎，有利于多糖析出。当功率超过288 W时多糖得率下降，这可能是因为超声功率过大，对细胞的破坏作用增大，使多糖的糖苷键断裂，引起多糖解聚从而使得得率降低[27-28]。因此，选取264、288、312 W进行正交试验。

图 1 超声功率对PRLAP得率的影响

Figure 1. Effect of ultrasonic power onthe yield of PRLAP

2.1.2 料液比对PRLAP得率的影响

由图2可知，多糖得率随料液比得增大而提高，到1:50（g/mL）时达到最大值为9.25%±0.08%，之后得率开始下降。原因可能是溶剂与原料的比例越大，植物细胞内部与外部溶剂的浓度差异越大，多糖的扩散速度也越快，更多的多糖分子可溶于水中，从而提高得率。但如果继续增加溶剂与原料的比例，水溶性多糖的浓度也会降低，导致溶剂挥发量增加，能量消耗增加，得率下降[29]。因此，选取1:40、1:50、1:60（g/mL）进行正交试验。

图 2 料液比对PRLAP得率的影响

Figure 2. Effect of ratio of raw materia to water on the yield of PRLAP

2.1.3 提取时间对PRLAP得率的影响

从图3可以看出，多糖得率在10～30 min范围内随时间的增加而提高，随着时间的延长，鸡蛋花细胞破碎使多糖释放，到30 min时达到最大值为9.78%±0.14%，但超声波作用时间过长，空化作用力会使得提取物中部分多糖糖链受到破坏，导致得率下降[30]。因此选择20、30、40 min进行正交试验。

图 3 提取时间对PRLAP得率得影响

Figure 3. Effect of extraction time on yield of PRLAP

2.1.4 提取温度对PRLAP得率的影响

从图4可以看出，鸡蛋花多糖得率在40 ℃时达到最高值为13.34% ± 0.18%，随着温度的升高，多糖溶解度增加，因此多糖得率提高。当提取温度超过40 ℃时，多糖得率降低；可能是因为较高温度会导致空化气泡数目减少，空化效应减弱从而导致多糖得率降低[31]。因此，选择35、40、45 ℃进行正交试验。

图 4 提取温度对PRLAP得率的影响

Figure 4. Effect of extract temperature on yield of PRLAP

2.2 正交试验结果分析

按1.2.3给出的水平来设计L9（34）正交试验，得鸡蛋花多糖最佳提取工艺参数，并考察各因素对鸡蛋花多糖得率影响的主次顺序。正交试验结果见表2，方差分析见表3。

表 2 正交试验结果

Table 2. Orthogonal experiment results

试验号A超声功率B料液比C提取时间D提取温度得率（%） 1111110.78±0.0122122211.04±0.0273133310.20±0.045421239.34±0.0235223113.03±0.004623127.50±0.037731329.85±0.010832139.43±0.0079332111.17±0.013K132.7429.9427.9934.91K230.1233.5931.5028.92K330.1229.6233.6629.33k110.919.989.3311.64k210.0411.2010.509.64k310.109.8711.229.78R0.871.321.892.00因素主次D>C>B>A最佳工艺A1B2C3D1

表 3 PRLAP正交试验方差分析

Table 3. Variance analysis of orthogonal experiment of PRLAP

方差来源III类平方和自由度均方FP A超声功率3.3321.66529.82**B料液比8.26224.13173.983**C提取时间16.18528.092144.918**D提取温度23.735211.867212.523**误差1.005180.056　　总计2926.22527　　　修正后总计52.51726　　　R2=0 .981（调整后R2=0.972）注：** P<0.01，表示差异性极显著；* P<0.05，表示差异性显著。

如表2所示，通过直观分析得出影响鸡蛋花多糖得率主次因素依次是提取温度（D）>提取时间（C）>料液比（B）>超声功率（A），最佳提取工艺组合为A1B2C3D1，即超声功率为264 W、料液比为1:50（g/mL）、提取时间为40 min、提取温度为35 ℃。由表3方差分析可得，超声功率、料液比、提取时间、提取温度达到极显著水平（P<0.01），说明主效应存在，四种因素会对鸡蛋花多糖得率产生差异关系。

为了评价最佳提取工艺的稳定性，称取鸡蛋花干燥花粉末3 g进行重复实验，多糖提取率分别为13.95%、13.98%和14.11%，平均值为14.01%±0.22%。相对偏差（RSD）为1.6%，表明该工艺重复性良好，适合鸡蛋花多糖的提取。

2.3 PRLAP体外抗氧化活性测定 2.3.1 DPPH自由基清除能力

由图5可知，PRLAP对DPPH的清除作用呈浓度依赖型，在0.016～0.500 mg/mL范围内随着浓度的升高清除作用显著增强，质量浓度大于0.500 mg/mL后，清除作用增强缓慢，浓度到1 mg/mL时清除率可达到94.44%±0.17%，此浓度下VC对DPPH自由基的清除率为94.95%±0.63%，这时PRLAP对DPPH的清除率与VC相当，说明PRLAP具有较强的清除DPPH自由基的作用。PRLAP清除DPPH自由基的IC50为0.1934 mg/mL。DAWOOD等[21]研究表明白鸡蛋花叶多糖浓度在3 mg/mL时，对DPPH自由基清除率为84.18%。由此可知，PRLAP清除DPPH自由基的作用远强于白鸡蛋花叶多糖。PRLAP可作为抗氧化剂进一步开发利用。

图 5 PRLAP和VC对DPPH自由基清除率的影响

Figure 5. Effect of PRLAP and Vc on DPPH free radical scavenging rated

2.3.2 ABTS自由基清除能力

由图6可知，PRLAP在0.016～0.500 mg/mL范围内随着浓度的升高对ABTS自由基清除率显著增强，质量浓度大于0.500 mg/mL后，清除作用趋于平缓，多糖浓度为1 mg/mL时其对ABTS自由基的清除作用与VC接近，说明PRLAP对ABTS自由基的清除能力较强。PRLAP清除ABTS自由基的IC50为0.2315 mg/mL。由此可知，PRLAP对ABTS自由基和DPPH自由基都具有较强的清除能力，这与文献报道的金针菇多糖[24]具有相似的抗氧化活性。

图 6 PRLAP和VC对ABTS自由基清除率的影响

Figure 6. Effect of PRLAP and Vc on ABTS free radical scavenging rated

2.3.3 OH自由基清除能力

由图7可知，PRLAP对OH自由基具有一定的清除能力，随着PRLAP浓度升高，清除率增强。当浓度为1 mg/mL时OH自由基清除率可达到35.38%±3.20%，其清除效果与文献报道的绿球藻多糖[32]和滑子菇多糖[33]相当。PRLAP清除OH自由基的IC50为2.469 mg/mL。虽然PRLAP对OH自由基清除效果弱于VC，但具有一定的清除作用。上述可知，PRLAP对ABTS自由基和DPPH自由基具有较强的清除作用，而对OH自由基清除效果较弱，这是因为多糖含有较多羟基，可提供质子与ABTS自由基和DPPH自由基反应，达到抗氧化作用[34]。而OH自由基通常是以氧化其它物质（亲电加成反应）而达到清除作用[35]，因此PRLAP对OH自由基的清除作用弱于ABTS自由基和DPPH自由基。

图 7 PRLAP和VC对OH自由基清除率的影响

Figure 7. Effect of PRLAP and Vc on OH free radical scavenging rated

2.4 PRLAP体外抗菌活性评价

由表4可知，五种菌种的MIC顺序为铜绿假单胞菌=肺炎克雷伯菌=鲍曼不动杆菌>大肠杆菌>金黄色葡萄球菌，金黄色葡萄球菌的MIC最低为0.195 mg/mL，大肠杆菌的MIC相对较低为0.391 mg/mL，PRLAP对铜绿假单胞菌、肺炎克雷伯菌、鲍曼不动杆菌的MIC相同均为1.562 mg/mL。结果表明PRLAP对以上五种菌种都有一定的抑制作用，其中对金黄色葡萄球菌的抑制效果最好。该结果与THIN等[36]提取的Plumeria acutifolia Poir.茎皮水提物抑菌活性具有一致性，其对金黄色葡萄球菌抑菌效果最好，抑菌圈为12 mm。

表 4 PRLAP的MIC

Table 4. Minimum inhibitory concentration of PRLAP

供试菌种PRLAP浓度（mg/mL）502512.56.253.1251.5620.7810.3910.1950.098 大肠杆菌————————+++++金黄色葡萄球菌—————————++铜绿假单胞菌——————+++++++++++++肺炎克雷伯菌——————+++++++++++++鲍曼不动杆菌——————+++++++++++++ 注：“—”无菌生长；“+”与菌落呈正相关。 2.5 PRLAP体外抗肿瘤活性评价

从图8可以看出，在3.125～100 μg/mL浓度范围内，A375、B16、MCF-7细胞活力与多糖溶液浓度呈剂量依赖性，随多糖浓度的增大而减小且与对照组相比具有显著性差异（P<0.05），说明PRLAP对这三种肿瘤细胞增殖具有一定的抑制作用，其中对MCF-7细胞活力抑制效果与DAWOOD等[37]研究结果近似，在6.25~100 µg/mL浓度范围内短穗鱼尾葵果实和丛榈果实多糖对MCF-7细胞活力都有较好的抑制作用。而DLD-1细胞活力与空白对照相比变化不大，PRLAP对DLD-1细胞增殖抑制效果不明显，说明在此浓度范围内DLD-1对PRLAP不敏感。经计算A375、B16、MCF-7细胞的IC50值分别为101.3、285.6、423.1 μg/mL。

图 8 PRLAP对肿瘤细胞活力的影响

注：与对照组相比，*P<0.05，**P<0.01，***P<0.001。

Figure 8. Effect of PRLAP on cell viability

3. 结论

本研究通过单因素实验和L9（34）正交试验优化了PRLAP提取工艺，分析得出超声功率、料液比、提取时间、提取温度对鸡蛋花多糖得率的影响，并确定了最佳提取工艺：超声功率264 W、料液比1:50（g/mL）、提取时间40 min、提取温度35 ℃，在此条件下多糖得率为14.01%±0.22%，说明此工艺提取参数可靠，提取效率高，适合PRLAP的提取。此外，PRLAP具有良好的体外抗氧化、抗菌、抗肿瘤活性。抗氧化实验结果表明，PRLAP对DPPH、ABTS自由基具有较强的体外抗氧化活性，当浓度为1 mg/mL时，PRLAP对这两种自由基的清除率可达90%以上，接近VC的效果，与DPPH和ABTS清除率相比PRLAP对OH自由基的清除能力稍弱，但也具有一定的抑制作用，由此可见，PRLAP可作为一种潜在的天然抗氧化剂应用在食品、医药等领域。此外，通过大肠杆菌、金黄色葡萄球菌、铜绿假单胞菌、鲍曼不动杆菌、肺炎克雷伯菌的MIC测定结果可知，鸡蛋花多糖对上述供试菌均有一定的抑制作用，MIC分别为0.391、0.195、1.562、1.562、1.562 mg/mL，其中对金黄色葡萄球菌的抑制效果最好，其MIC最小。本研究选取了A375、B16、DLD-1、MCF-7细胞来检测PRLAP对肿瘤细胞增殖的抑制作用，结果表明除DLD-1细胞外，此多糖对A375、B16、MCF-7细胞活力均有一定的抑制效果，细胞活力随PRLAP浓度的增大而减小，但其作用机制还有待深入研究。

本研究主要集中在鸡蛋花多糖提取工艺、体外活性方面。此后还需要对PRLAP进行分离纯化和结构鉴定，并进一步研究PRLAP与其活性之间的关系。此外，为了更好地确定PRLAP对人体健康的影响，必须进行体内实验和临床研究，使其在食品、医药和医学领域得到更广泛的应用。