首页分享植物重金属胁迫耐受机制

植物重金属胁迫耐受机制

来源：花匠小妙招时间：2025-05-18 04:28

摘要: 重金属是一类会对植物产生毒害作用的污染物,植物在长期进化过程中演变出耐受重金属胁迫的相关机制.以植物重金属耐受性为基础,对近几年来国内外植物响应重金属胁迫的耐受机制研究作一简要综述.主要概述了重金属对植物的胁迫影响及植物抗氧化系统,脯氨酸、可溶性糖、可溶性蛋白等渗透调节物质和不同类型基因家族等方面对植物耐受重金属胁迫机制的研究进展.以期为提高植物耐重金属胁迫能力及研究植物修复重金属污染土壤的应用奠定一定的基础.

Abstract: Heavy metals are a class of pollutants that may produce certainly toxic actions towards plants, plants have evolved mechanisms of heavy metal stress tolerance in long-term evolution. Based on plant heavy metal tolerance, making a brief overview that the study of tolerance mechanisms of plant response to heavy metal stress at home and abroad in recent years. The molecular mechanism that stress effects of heavy metals on plants, plant antioxidant systems, osmotic adjustment substance including proline, soluble sugar or protein, and different types of gene families under heavy metal are mainly discussed. In order to improve the ability of plant resistance to heavy metals and help phytoremediation.

Key words:Plant Heavy metals stress Antioxidant systems Osmotic adjustment substance Gene families

近年来，随着土壤重金属污染日趋严重，重金属对植物生长发育的影响以及如何缓解和抑制重金属对植物的毒害已经引起了广泛关注。过量的重金属会抑制种子萌发和幼苗生长，使抗氧化酶系统和膜系统受损，诱发染色体畸变，严重时还可导致植物死亡。某些重金属，如铜(Cu)既是植物生长发育所必需的微量元素，又是污染环境的重金属元素，当土壤中Cu2+浓度超过一定值时，会对细胞形成较大的毒害，影响植物的生长和发育[1]。但植物在长期进化过程中会产生相应应答机制来缓解重金属对植物的胁迫伤害。本文总结了重金属对植物的胁迫影响及植物抗氧化系统、渗透调节物质和不同类型基因家族对重金属胁迫的响应，进而对植物应对重金属胁迫的分子生物学研究进展进行概述，如图 1所示。

图 1 重金属耐受机制图 Fig. 1 Heavy metal tolerance mechanism 1: Metal ion binding to the cell wall and root exudates; 2: Reduction of metal influx across the plasma membrane; 3: Membrane efflux pumping into the apoplast; 4: Metal chelation in the cytosol by ligands such as phytochelatins,metallothioneins,organic acids,and amino acids; 5: Transport of metal-ligand complexes through the tonoplast and accumulation in the vacuole; 6: Sequestration in the vacuole by tonoplast transporters; 7: ROS defense mechanisms. Black dots: Metal ions

1 重金属污染

重金属(heavy metal,HM)是指密度大于5g/cm3的一类金属，大约有45种[2]，包括镉(Cd)、汞(Hg)、铅(Pb)、铬(Cr)、Cu等。重金属污染是因人类活动，如采矿、废气排放、污水灌溉和使用重金属制品等人为因素，导致环境中的重金属含量增加，超出正常范围，使环境质量恶化的现象。在我国，受重金属污染的耕地面积近2000万hm2，占总耕地面积的20%左右。每年因重金属污染而减产粮食超过1.0×107 t，被重金属污染的粮食也多达1.2×107 t。因此，重金属污染引起了人们的广泛关注。

2 重金属对植物的毒害

许多重金属(如马生军等[3])是植物代谢必需的营养元素，但是如果它们过量则具有相当的毒性[4]。重金属胁迫对植物生长有一定的影响。根部是植物吸收水分和矿质营养的重要器官，也是最先感受土壤重金属胁迫的重要部位。从Cd2+胁迫下桐花树(Aegiceras corniculatum)幼苗的解剖结构，发现高浓度Cd2+抑制了根系细胞的分裂和生长，并致外皮层、内皮层及木质部的栓质化和木质化程度加深，根系透性降低[5]。一定量的Hg2+等重金属离子严重抑制种子萌发，高浓度Pb2+直接抑制核桃生长。重金属胁迫下的植物光合作用和呼吸作用都受到抑制，胁迫强度越大，光合作用效应越弱，影响程度与植物种类及重金属种类也有关。González-mendoza等[6]发现，Cu2+胁迫黑皮红树(Avicennia germinans)会降低气孔导度，抑制净光和作用，降低叶绿素含量。随着Fe2+浓度增加，鼠耳草的光合作用和呼吸作用先增强后减弱[7]。重金属可明显改变植物体内蛋白质水平，防御蛋白(CAT、POD、SOD)的变化规律与重金属种类和处理时间有关，高浓度1 000mg/L Cu2+和6.0mg/L Cd2+处理杨树30~40天可显著提高防御蛋白活性，高浓度Cu2+、Cd2+处理50~60天防御蛋白活性显著下降[8]。这些现象均体现了重金属对植物的伤害。

3 植物重金属胁迫耐受机制 3.1 抗氧化系统

重金属胁迫下植物细胞产生活性氧(ROS)会造成细胞氧化损伤。为了应对胁迫，植物会产生抗氧化剂，包括抗氧化酶(CAT、POD、SOD、APX)及非酶抗氧化剂[谷胱甘肽(GSH)、抗坏血酸(AsA)等]清除自由基，抵抗ROS对细胞的损伤。

3.1.1 抗氧化酶

抗氧化酶在清除由重金属刺激产生的ROS具有重要作用。Cd2+胁迫下可以诱导番茄幼苗和大麦(Triticum aestivum)的SOD活性增加。荠菜(Brassica juncea L.)中CAT3基因能被Cd2+胁迫诱导表达[9]，然而在豌豆(Pisum sativum)中，Cd2+胁迫能够引起CAT氧化进而减少其含量，因此豌豆通过诱导相应基因表达上调来抵抗胁迫损伤[10]。对水培滨藜(Atriplex halimus)的研究表明，随着Cu2+浓度的增加，CAT、POD、SOD活性也在不断增加来抵抗ROS对其的伤害作用[11]。菠菜、小白菜、茭白等随着重金属处理浓度的增加，SOD、POD、硝酸还原酶(NR)活性均呈现出先上升后下降的趋势，推测是受到外来重金属胁迫时，抗氧化酶能及时有效地清除自由基，保护细胞免受氧化胁迫的危害，当胁迫性加剧远远超过正常抵御胁迫能力时，细胞内多种功能酶及膜系统遭到破坏，生理代谢紊乱[12]。Pb2+胁迫能引起超富集植物和非超富集植物根部细胞ROS增加，进一步实验证明ROS能引起SOD、CAT、POD、APX活性增加，并且富集植物根部细胞抗氧化酶活性增加程度高于非富集植物[13]。0~15 μmol/L Cd2+胁迫下，龙葵(Solanum nigrum L.)中SOD、CAT、APX同工酶mRNA积累及激活其特异性活性表明，在Cd2+胁迫下抗氧化酶具有重要作用，Cd2+可诱导增强或稳定多种抗氧化酶基因的转录水平或转录后水平的调节，进而提高酶活性[14]。

3.1.2 非酶抗氧化剂

抗坏血酸-谷胱甘肽循环(AGC)主要用于清除叶绿体和细胞质中的H2O2，而非酶抗氧化剂是AGC的主要调节剂。AGC不仅能使AsA维持在一个合适的水平，还能参与ROS的清除路径[15]。GSH是主要的胞内抗氧化剂，也是植物螯合肽的前体物质，其可以与重金属(如Cd2+)形成鳌合物，减少金属离子毒害作用[16]。有报道称在重金属Cu2+、Pb2+复合胁迫下，随着浓度的增加，红花(Carthamus tinctorius L.)根、叶、花中的GSH含量相对于单一重金属胁迫其降低趋势更为明显，说明这两种重金属复合胁迫对于红花GSH合成抑制具有协同作用。红花gshⅡ基因随着 Pb2+和复合胁迫浓度的增加表达被显著抑制，进一步证明了该基因是GSH合成代谢中的限速酶[17]。齐君等[18]的研究表明，耐铬(Cr)性强的矮抗青叶片中AsA、GSH显著高于对照，且叶片中脱氢抗坏血酸(DHA)、氧化型谷胱甘肽(GSSG)含量分别是对照的1.87倍、1.72 倍，低于耐Cr3+性差的绿秀品种(1.98倍、1.94倍)，矮抗青在Cr3+处理下具有较高的AsA-GSH代谢关键酶活性和非酶物质含量，用于减缓重金属对植物的毒害作用。

3.2 渗透调节物质 3.2.1 脯氨酸

脯氨酸是细胞内重要的渗透调节物质，具有调节细胞渗透平衡、增强细胞结构稳定性和阻止氧自由基产生的作用。不同土壤条件下，低浓度重金属胁迫对脯氨酸的含量具有一定的抑制作用，随着重金属Cd2+、Hg2+、As2+浓度的增加，脯氨酸的含量均呈先降低后升高的趋势，表明脯氨酸积累是植物对逆境的一种生理适应[19]。Gohari等[20]的实验证明随着Pb2+浓度由100μmol/L增加至400μmol/L，油菜子根部脯氨酸含量也随之增加，且地上部分积累量没有根部显著。脯氨酸的积累存在组织特异性，处于Pb2+、Cd2+胁迫下的荠菜[21]，Cu2+胁迫下的龙葵[22]，Hg2+、Cd2+胁迫下的柠檬(Cymbopogon flexuosus )[23]的根部脯氨酸积累量显著高于芽。Hg2+刺激甘蓝幼苗(Brassica oleracea)产生脯氨酸的含量是其他重金属刺激下的2倍，证明Hg2+对脯氨酸的产生最有效。

3.2.2 可溶性糖与可溶性蛋白

植物细胞内会主动积累一些可溶性溶质，如可溶性蛋白、可溶性糖等来降低胞内渗透势，以保证重金属胁迫条件下水分的正常供应，维持细胞正常的生理功能[24]。黑麦草和提摩西草中的可溶性糖与可溶性蛋白含量随着钴(Co)处理浓度的提高，出现了先升高后下降的趋势，说明随着Co2+处理浓度的增加黑麦草和提摩西草为了应对所受到的胁迫，可溶性糖及可溶性蛋白含量增加，当处理浓度达到高浓度时，高羊茅受到的损害严重，可溶性糖和可溶性蛋白含量减少[25]。紫花苜蓿受随Cd2+胁迫浓度的增加,可溶性糖含量表现为先下降后上升再下降，说明低浓度的Cd2+还不能刺激植物体内发生防御性反应,直接破坏了可溶性糖分子结构或抑制可溶性糖合成，所以其含量降低。但随Cd2+胁迫浓度加大，植株的防御机制开始启动，可溶性糖作为渗透调节物质来保护细胞免受伤害,维持原有的生理过程,以适应外界环境条件的变化[26]。张呈祥[27]的研究表明，随着Cd2+浓度的增加，6种植物体可溶性糖含量呈先升高后降低趋势，可溶性糖含量出现最高值时对应的Cd2+、Pb2+浓度较游离脯氨酸含量高，可见Cd2+、Pb2+胁迫浓度较低时植物主要通过积累游离脯氨酸缓解Cd2+、Pb2+对细胞膜系统的破坏。随着Cd2+、Pb2+浓度的增加，对细胞膜系统的破坏逐渐加剧，细胞不可避免的失水，此时植物体主要通过积累可溶性糖等逆境保护性物质缓解细胞失水，为各项生命活动的正常进行提供相对稳定的内环境。

3.3 重金属螯合蛋白 3.3.1 金属硫蛋白

金属硫蛋白(metallothionein,MTs)在1957年[28]首次从马肾外皮细胞中提取出来，并且是富含半胱氨酸残基的低分子质量金属结合蛋白，广泛分布于真核生物中，如真菌、植物、动物及一些原核生物体内[29]。1987年，Lane等[30]首次在E型小麦胚中发现与Zn2+结合的MT。MT基因在植物中普遍表达水平较高且MT上的硫基可以与Cd2+、Pb2+、Cu2+、Zi2+、Ni2+等重金属离子螯合形成无毒或低毒的络合物，用于消除重金属的毒害作用。MT具有较强的清除植物体内自由基的能力，且具有很强的抗氧化能力。Cr2+胁迫芸苔(Brassica campestris)而分离的金属硫蛋白基因BcMT1和BcMT2可以使转化这两个基因的拟南芥产生的自由基显著减少[31]。Zn2+胁迫下，转基因水稻OsMT1a的过量表达可以使水稻抗氧化酶(CAT、POD、APX)活性显著增加，与Turchia等[32]的研究Zn2+、Cu2+胁迫下，豌豆PsMTA1在白杨树中过量表达不仅能增强抗氧化酶活性并且还能增强清除ROS能力的实验结果一致。

MT参与金属离子的转运及维持金属离子在植物体内的平衡稳态。来自于香薷铜草(Elsholtzia haichowensis Sun)的 EhMT1可以在Cu2+胁迫的烟草中过量表达，EhMT1可以结合细胞质中的Cu2+，降低游离 Cu2+活性并且阻止其与细胞质中的物质结合[33]。Ferraz等[34]的研究表明，Ni2+胁迫下，龙葵根部是Ni2+的主要集中部位，对根部造成伤害，然而MT2a、 MT2c、 MT2d和MT3对维持龙葵体内的Ni2+起着关键作用，减少根部Ni2+水平。转基因水稻OsMT1a不仅参与ROS清除路径，还可以通过调节Zn2+平衡进而调节锌指结构转录因子的表达来增强植物耐受力。

最近的研究发现，很多植物在重金属离子胁迫下表达MT，并获得更多的植物MT基因，且在转基因试验中验证了MT结合重金属以及应答各种重金属胁迫的能力。Kim等[35]首次证明从芋(Colocasia esculenta)中分离得到的2型金属硫蛋白基因CeMT2b可以与Cd2+结合，并且在Cd2+胁迫下可以增强转基因烟草耐Cd2+的能力。Kim等[36]进一步通过实验证明，相较于野生型，转基因烟草幼苗中pCeMT在Cu2+、Cd2+和Zn2+胁迫下过表达可以使幼苗生长更旺盛且积累更多的Cd2+和Zn2+，也可以减少H2O2的含量和脂膜过氧化水平。牧豆[37]、芋、水稻[38]等通过重金属胁迫得到的MT可以在体外结合重金属，并且MT在转化后的大肠杆菌或转基因植物中都实现了对重金属离子较强的耐受能力和积累能力。转入大肠杆菌中的水稻OsMT1-1b的重组蛋白对Ni2+、Cd2+、Zn2+的结合力更强。大肠杆菌中ScMT2-1-3蛋白的成功表达增强了细胞对Cu2+、Cd2+的耐受力。植物MT这种受重金属离子诱导及对重金属解毒的作用，可以作为植物修复的一项主要依据[39] 。

3.3.2 植物螯合肽

植物螯合肽(phytochelatins,PC)的生物合成一般需要重金属作为活化因子，以半胱氨酸为底物，由植物螯合肽合成酶(PCS)催化形成。合成的PC可与重金属离子，如Cd2+、Cu2+、Zn2+、Pb2+、Ni2+等形成无毒的络合物[40]，降低细胞内游离重金属的浓度。PC被报道可作为植物重金属胁迫早期检测的生物指标[41]。细胞溶质是PC加工的主要场所，液泡是PC-HM高分子复合物装载的主要目的地[40]。PC的积累存在组织差异性，当龙葵处于200μmol/L的Cu2+溶液中时，根部PC的含量最高，并且阻止Cu2+向茎中转运[34]；荠菜长期曝露于Cd2+溶液中会导致叶片PC含量高于根部3倍[42]；玉米长期用Cd2+胁迫，发现其根部PC含量下降，叶片PC合成酶含量上升[43]。当水稻受到高浓度砷(As)胁迫时，其根部As-PC复合物可以减少As2+从土壤或根部转运至地上部分或谷粒中，说明这些络合物能够阻止重金属转移到用于消费生产的谷物器官中[44]。这些现象可能是由于重金属胁迫后植物体内的调节过程以及植物细胞溶质含量降低所导致的。

随着对植物螯合肽及合成酶抵抗重金属研究的深入，重金属诱导的PC及PCS的基因分子表达也引起了人们的广泛关注，PCS基因的表达对于植物螯合肽的生成起着关键性作用。大麦中的TaPCS1基因、荠菜中的BjPCS1基因、水稻中的OsPCS1基因的表达促使PC合成进而与重金属离子形成络合物，达到解除离子毒害的目的。与野生型相比，Cd2+浓度为85μmol/L胁迫下，转基因拟南芥AtPCS1基因转录的mRNA以及PC的合成量分别增加了12~25倍、1.3~2.1倍。将AsPCS1和YCF1在拟南芥中同时过量表达，可以使植株根长达到最大并且对Cd2+和As2+有最高的富集力，过量表达的PC与重金属结合使形成的络合物转移到液泡中达到解毒的目的[45]。

3.4 重金属转运家族 3.4.1 ABC型转运器

ABC型转运器(ATP-binding cassette)是一类种类繁多、分布广泛的跨膜转运器[3]。其中较为重要的亚科MRP(multidrug resistance associated protein)、PDR(pleiotropic drug resistance)和ATM(ABC transporter of the mitochondria)可以有效将重金属螯合物隔离封存，参与抗逆和重金属解毒过程[46]。植物液泡是重金属复合物主要的储存和聚集场所，ABC转运器可以将金属络合物转运至液泡，起到缓解重金属毒害的作用。ATM是ABC家族中成员较少的一个亚族，只有一个跨膜域和一个核酸结合域，属于半分子转运蛋白。与ABC转运蛋白同源并且位于酵母线粒体膜上的蛋白质ScATM1与重金属离子转运紧密关联，缺乏ScATM1的酵母突变体在Fe2+胁迫下生长缓慢，呼吸作用减弱，并且在线粒体内积累过量的Fe2+。拟南芥AtAMT3基因功能与ScATM1最为相似，AtAMT3的表达可以将atm1酵母突变体线粒体中富集的Fe2+跨膜清除，恢复线粒体呼吸功能[47]。PDR只在植物与真菌中存在，并且是 ABC 转运蛋白家族中数量最多的一个类型，PDR基因的表达具有较强的组织特异性。AtPDR12表达越强的拟南芥植株对Pb2+的耐受力越强[48]。在Pb2+胁迫下，拟南芥中只有AtPDR12在根和茎中表达，敲除AtPDR12的拟南芥生长缓慢并且体内积聚过量的Pb2+，而AtPDR12在拟南芥中过量表达可以增强其对Pb2+的耐受能力并且降低体内Pb2+含量[49]。MRP基因在拟南芥的根、茎、叶中都有表达，其中AtMRP3蛋白主要参与拟南芥根中植物抗重金属的过程，Cd2+胁迫下拟南芥AtMRP3的增加量最为显著，推测AtMRP3参与拟南芥中Cd2+解毒。

3.4.2 HMA家族

HMA(heavy metal ATPase)是一类能够水解ATP并利用释放的能量进行跨膜转运的蛋白质，也是Zn2+、Cd2+、Pb2+、Cu2+等重金属离子跨膜运输的转运器[50]。獠毛(Aeluropus littoralis)中AlHMA1蛋白与Cu2+转运有关，AlHMA2蛋白与Zn2+转运相关，并且AlHMA2在叶片和根部均高度表达。HMA家族可以控制重金属离子由根部向茎叶的转运[51]，位于细胞质膜上的AtHMA4可以在Zn2+、Cd2+、Co2+等有毒环境下过表达以改善根部生长。Wong和Cobbett[52]的研究称，缺失AtHMA2和AtHMA4会抑制Cd2+从根部到芽的转移，表明这两个基因是拟南芥中Cd2+转移的主要机制。水稻OsHMA2参与Zn2+、Cd2+由根到芽的转移，与野生型相比，其过表达可以使谷粒中Cd2+含量减少一半，对食品安全有一定作用[53]。AtHMA4和AtMT2b双转基因拟南芥可以加强Zn2+、Cd2+由根部到芽的转运，并且增强对Cd2+的耐受力[54]。HvHMA2表达可以抑制拟南芥Zn2+敏感突变株hma2、hma4的表型变化，并且其是一个Zn2+转运泵，参与根到芽的Zn2+转运[55]。HMA5是目前唯一报道的Cu2+转运泵，其在植物根部过量表达，并且可以受高浓度Cu2+诱导，增加对Cu2+的耐受能力[56]。

HMA家族含有能与Zn2+等金属离子高亲和力的N端、C端。缺失C端244个氨基酸的突变体可以缓解Zn2+敏感的拟南芥hma2、hma4的表型变化以及增强Cd2+从根向芽的转移。N端局部正常突变体不能补足hma2、hma4的表型变化，表明HMA2的N端对其功能的必要性，而C端尽管不是HMA功能的必要区域，但对蛋白质的亚细胞定位很重要[57]。AtHMA4-FL(全长)表达使Co2+、K+、Rb2+和Cu2+达到野生型离子含量水平，而Cd2+、Zn2+分别恢复到野生型的83%、28%。酵母中，相较于AtHMA4-FL，AtHMA4-C-TERM和AtHMA4-trunc(不含C端)的表达能够增强Cd2+和Zn2+的耐受力，表明C端对AtHMA4在植物中的功能的非必要性[58]。Mills等[55]同样证明C端不是AtHMA4功能的必要区域。然而Satoh-Nagasawa等[59]认为OsHMA2的C端是Cd2+由根向芽转运的必要区域。Bkgaard等[60]也证明当AtHMA4在Zn2+敏感酵母菌株zrc1、cot1中表达时，可以增强菌株对Zn2+、Cd2+的耐受力，降低Zn2+、Cd2+向酵母细胞中的转运量。表明AtHMA4的C端既可以作为离子螯合器，也可以作为Zn2+、Cd2+输出转运器。

目前研究可知，HMA家族均与排除和细胞内区室化重金属离子相关。位于液泡膜上的AtHMA3在保卫细胞、排水孔、维管组织和根尖中高度表达并且参与Cd2+在液泡中的储存，参与液泡对Cd2+的隔离，起到解毒作用[61]。水稻中含有9个HMA基因，其中HMA1~3参与转运Zn2+、Co2+、Cd2+、Pb2+。OsHMA2主要从根向芽转运Zn2+、Cd2+。OsHMA3将Cd2+转运到根部液泡，使Cd2+与液泡外隔离。这些基因的表达调节对重金属离子的区域化隔离及减少其含量起到积极作用[62]。

3.4.3 CAX转运器

Cation/H+反向转运体(CAX)在植物生长过程中能够将Ca2+存储到胞内或胞外，恢复Ca2+浓度，还能将一些重金属离子，如Mn2+、Cd2+、Zn2+等转移到液泡、内质网等细胞器中，解除阳离子毒害作用。星星草(Puccinellia tenuiflora)PutCAX2基因位于脂膜和核膜周围，并且只有在缺失N端的情况下，才能增强菌株对Ca2+、Ba2+的抗性，可见其存在N端自抑制，去除N端后自抑制现象消失，激活了PutCAX2的功能[63]。编码小麦液泡H+型焦磷酸酶的基因TaVP1在烟草中过表达可以使在不同浓度Cd2+下的烟草对Cd2+有更强的耐受性和更多的积累量[64]。当Ni2+、Mn2+含量增加或Ca2+含量较少时，拟南芥根部AtCAX4的表达量增加并且随着Ca2+、Cd2+进入液泡含量的增加，转基因植物CAX4的表达量也随着增加。CAX4的表达起到缓解金属离子胁迫的作用[65]。拟南芥CAX1突变株CAXcd能够增强酵母Cd2+转运，并且耐Cd2+基因在矮牵牛中表达可以增加对Cd2+的耐受力及Cd2+积累能力，Cd2+胁迫后，CAXcd表达的矮牵牛生长更旺盛，积累Cd含量比对照植株高2.5倍[66]。

3.4.4 CDF家族

CDF(cation diffusion facilitator)家族成员通过促进重金属从细胞溶质中的泌出作用，包括重金属离子排出到质外体、内质网及隔离于液泡中进而提高植物细胞对重金属的耐性[67]。AtMTP11在酵母中的表达可以使其对Mn2+耐受并且通过反向转运机制转移Mn2+，该基因被破坏的突变体对Mn2+的敏感性增强，而对Cu2+、Zn2+的敏感性无影响，说明AtMTP11可以特异性转运Mn2+。水稻OsMTP1在酵母突变体中表达可减少菌株对Ni2+、Cd2+、Zn2+的敏感性，对Co2+、Mn2+无影响。OsMTP1在野生酵母中表达能增强对Zn2+、Cd2+、Ni2+的耐受力，而OsMTP1 dsRNAi 会导致水稻幼苗对重金属敏感，改变水稻不同器官中重金属的积累[68]。Muthukumar等[69]首次鉴定出芸苔BjMTP1的组织定位和其在Ni2+、Cd2+条件下的转录规则。在Ni2+处理下幼苗主要在根部瞬时表达。在Ni2+、Cd2+胁迫下，启动子活性首先在根部加强，24h后其活性在叶片减弱，在茎部无明显变化。

CDF家族的许多成员可以专一性地将Zn2+从细胞内转移到胞外或细胞器内隔离解毒[70]。AtMTP3在出芽酵母突变体中表达可以恢复其对Zn2+、Co2+的耐受力及在细胞内的积累量。野生拟南芥处于高且无毒Zn2+、Co2+或Fe2+匮乏条件下可以诱导根尖表皮细胞中MTP3特异性表达；相同条件下，用RNA干涉沉默MTP3可以引起植物对Zn2+超敏感，以及增强土壤植物地上部分Zn2+积累量。导入拟南芥中的遏蓝菜(Thlaspi goesingense)TgMTP1定位于液泡膜上，可以通过启动系统性Zn2+匮乏反应机制推动加强Zn2+在芽上的积累量。TgMTP1在芽液泡膜上特异性积累能诱导拟南芥对Zn2+的耐受力，以及加强Zn2+在液泡中的区室化程度[71]。然而Kawachi等[72]发现高浓度Zn2+条件下，AtMTP1突变株根部Zn2+含量是野生型的1/3倍。在500μmol/L ZnSO4胁迫下，拟南芥mtp1-1幼苗出现严重生长抑制，并且MTP1在根部分生区高度表达下，ROS增加，其研究表明，缺少液泡膜Zn2+转运体MTP1的拟南芥突变株有助于对Zn的耐受力。

3.4.5 Nramp家族

Nramp(natural resistance associated macrophage protein)家族同样参与金属离子的吸收转运。拟南芥是目前研究较深入的模式植物，其中AtNRAMP3和AtNPAMP4位于液泡膜，nramp3、 nramp4双突变株存在缺Fe2+表征，并且提供足量的Fe2+能缓解被破坏的表征。Thomine等[73]也指出缺Fe2+条件下，位于液泡膜上的AtNRAMP3表达上调，而破坏AtNRAMP3可以导致植物根部Mn2+、Zn2+积累，其过表达会抑制Mn2+积累，说明AtNRAMP3通过调节液泡与胞质间的金属流动进而影响金属积累和相应基因表达。从Cd2+胁迫后的荠菜(Brassica juncea L.)中分离获得的BjCRP1膜蛋白基因的过表达可以增强大肠杆菌抗Cd2+的能力，并且明显高于对照组。该基因在根茎叶中均有表达，而在0.2mmol/L CdCl2胁迫后，该基因迅速启动表达，叶和根部分别在8h和4h的时候达到最大值[74]。AtNRAMP3过量表达可以增强对Cd2+的耐受力[75]，以及减少对Mn2+[76]的积累量，表明该基因可以对维持某些金属离子的平衡有一定作用。

3.4.6 ZIP家族

锌铁调控蛋白(ZRT，IRT-like protein ZIP)家族在从胞外向胞内转运并在胞内进行Zn2+运输过程中起着重要作用。AtIRT1在酵母中表达可以增强对Ni2+的吸收能力[77]。拟南芥中过量的Ni2+可以诱导AtIRT1表达，并参与Ni2+转运和富集。植物ZIP转运器可以介导从土壤中吸收Cd2+进入根部细胞进而参与根部到茎的转运途径[67]。Assunçãoa等[78]的研究展示，bzip19 bzip23突变体植株对Zn2+匮乏极度敏感，并且不能诱导响应Zn2+匮乏条件下系列基因的表达。拟南芥中AtIRT3过表达可以增强转基因植株芽上Zn2+吸收能力和根部Fe2+吸收能力，因此，IRT3是拟南芥中的Zn2+/Fe2+吸收转运体[79]。OsZIP4在根和叶处于Zn2+匮乏的条件下可以高度表达，并且在相同条件下，OsZIP4的转录水平高于OsZIP1、OsZIP3、OsZIP4可以缓解Zn2+匮乏酵母突变体的生长状态，说明在水稻中OsZIP4是与Zn2+转运相关的基因[80]。Barberon等[81]的实验表明，当Fe2+过量，拟南芥IRT1可以将多余的Fe2+液泡区室化，起到缓解重金属毒害作用。

3.4.7 CTR家族

The copper transporter(CTR)家族蛋白可以将Cu2+转运至细胞质[82]，CTR-Like蛋白称为COPT，包括6个家族成员。目前研究可知，COPT1可以转运Cu2+，并参与植物生长和传粉[83]。COPT5影响Cu2+进入液泡[84]，在将Cu2+液泡区室化及将Cu2+转运至细胞质中起一定作用，在Cu2+缺乏的条件下其也是至关重要的[85]，并且COPT5具有将Cu2+由根向生殖器官转运的功能。而Andrés-Colás等[86]研究称，COPT1、COPT3过表达会导致高浓度Cu2+条件下植物对Cu2+敏感及Cu2+过量积累。

3.4.8 MATE家族

多药物有毒化合物排出家族转运蛋白(multidrug and toxic compound extrusion family,MATE)是植物体中的一类新型大家族蛋白，它们在细胞解毒机制中有重要作用[87]。MATE转运蛋白属于阳离子耦合类蛋白质泵，广泛存在于细菌、真菌、植物和动物细胞中。拟南芥中5个已被验证的基因TT12、ALF5、EDS5、AtDTX1和FDR3参与植物生长发育的多种功能，其中TT12、EDS5、FDR3主要参与细胞毒素的转运、外排[88]。在Al3+诱导条件下，高粱(Sorghum bicolo)SbMATE基因(AltSB)在根尖表达，负责柠檬酸及铝柠檬酸盐螯合物从高粱根尖分泌，AtPTl-SbMATE转基因苜蓿植株的Al3+耐受性明显高于35S-SbMATE转基因苜蓿植株[89]。OsFRDL4的组织表达量非常低，但能被Al3+大量诱导，参与水稻内部Al3+降解[90]。OsFDRL4的缺失将降低水稻对Al3+的耐受性，在Al3+胁迫下，抗Al3+水稻品种中OsMATE基因的表达量明显高于Al3+敏感品种，表明植物中MATE家族具有耐重金属能力[91]。王甲水[92]的实验证明，香蕉(Musa acuminate L.)MaMATE1可在Al3+、Mn2+诱导下表达上调，并且MaMATE1转基因酵母中表现出抗Al3+、Mn2+能力。MATE家族中的大豆GmFRD3在根部表达量明显高于其他组织，过表达载体 pCAMBIA3301转入大豆发根，发现GmFRD3基因不仅促进了转基因发根柠檬酸的分泌速率，还提高了它的耐铝性[93]。

3.4.9 YSL家族

Yellow Strip1-Like(YSL)家族可以参与重金属转运，其中ZmYS1能够转运Fe2+、Zn2+、Cu2+、Ni2+，并且在较小程度下转运Cd2+、Mn2+[94]。烟氨酸高度亲和Fe2+、Ni2+等金属离子，并且YSL转运蛋白可以将其与Fe2+、Ni2+结合的螯合物从根部细胞排出[95]。遏蓝菜根部和芽中不断过表达的TcYSL3、TcYSL5 、TcYSL7三个基因产生的YSL转运蛋白可以参与金属离子在维管束中的转运，以及将烟氨酸-重金属螯合物转运出细胞外[96]。Ni2+超富集植物遏蓝菜和非超富集植物卷耳(T. arvense)比较分析揭示在Ni2+含量较少的条件下，两物种中由根到芽Ni2+转移速率相似，Krmer等[97]因此推断遏蓝菜超富集Ni2+的能力不仅依赖于加强Ni2+转运能力，还主要依赖于有效的Ni2+解毒和液泡区室化能力。位于质膜的AtYSL2在芽和根部微观组织中表达，能将金属离子不断地转移到叶脉[98]。AtYSL2还能够调节Fe2+、Cu2+、Zn2+[99]等离子，并且将烟氨酸与Fe2+、Zn2+形成的复合物转运出细胞外来缓解重金属毒害。

4 总结

重金属的植物耐受性反映了其阻止重金属毒害的能力，耐重金属的植物通过阻止吸收重金属、在细胞外的络合作用、在细胞质中的络合和螯合作用，尽可能通过将它们隔离在液泡中等方式来减轻重金属对其造成的伤害。要达到这些目标，植物必须能激活其防御反应，如激活抗氧化酶的表达、阻止或修复由于氧化胁迫所造成的氧化胁迫损害等。随着分子生物学的日趋成熟，分子生物学在植物耐受重金属中的应用也更为广泛，但由于重金属对植物的毒害是多方面的，植物对重金属的抗性机制也十分复杂，重金属对植物的毒害及植物对重金属的耐受性是多种生理过程共同作用的结果，还需要能进一步探索研究。

参考文献

[1] 李进学, 曹虎, 张芬琴, 等. Cu2+和Zn2+对普通小麦幼苗生长的影响. 植物资源与环境学报, 2005, 14 (4) : 59-60. Li X J, Cao H, Zhang F Q, et al. Effects of Cu2+ and Zn2+ on growth of Triticum aestivum seedling. Journal of Plant Resourcesand Environmen, 2005, 14 (4) : 59-60.[2] 谭九洲, 黄迎波. 植物重金属耐受分子机理的研究进展. 安徽农业科学, 2014, 42 (35) : 12782-12785. Tan J Z, Huang Y B. Research progress of the molecular mechanism of heavy metal tolerance of plant. Journal of Anhui Agri Sci, 2014, 42 (35) : 12782-12785.[3] 马生军, 程新宇, 谢景, 等. 锰营养对甘草光合特性和抗氧化酶活性的影响,现代中药研究与实践, 2014, 18 (6) : 7-10. Ma S J, Cheng X Y, Xie J, et al. Effect of different concentration of mn on photosynthetic characteristics and antioxidase activities of Glycyrrhiza uralensis fisch, Antioxidase Activities of Glycyrrhiza uralensis Fisch. Chin Med J Res Prac, 2014, 18 (6) : 7-10.[4] 侯明, 陈国勇, 梁福晓, 等. 钒胁迫对水稻幼苗生理生化和富集特性的影响, 生态环境学报, 2014, 23 (10) : 1657-1663. Hou M, Chen G Y, Liang X F, et al. Effects of vanadium stress on physiological, biochemical characteristics and enrichment characteristics of rice seedlings. Ecology and Environmental Sciences, 2014, 23 (10) : 1657-1663.[5] 刘涛. Cd胁迫下桐花树幼苗的解剖结构响应及镉的累积分布变化. 厦门: 厦门大学, 生命科学学院,2012. Liu T. The Response of Anatomy and Cadmium Accumulation Distribution Changes in Aegiceras Corniculatum Seedlings under Cd Stress. Xiamen : Xiamen University, School of Life Sciences,2012.[6] González-Mendoza D, Espadas y Gil F, Escoboza-Garcia F, et al. Copper stress on photosynthesis of black mangle (Avicennia germinans). Annals of the Brazilian Academy of Sciences, 2013, 85 (2) : 665-670.[7] 丁刚, 吴海一, 吕芳, 等. Fe3+对鼠尾藻光合呼吸作用和生化组成的影响. 水产养殖, 2014, 25 (10) : 21-26. Ding G, Wu H Y, Lv F, et al. The effects of Fe3+on photosynthesis, respiration and biochemical composition of Sargassum thunbergii. Journal of Aquaculture, 2014, 25 (10) : 21-26.[8] 张凯, 徐波, 孟昭军, 等. 铜、镉胁迫对杨树叶片中防御蛋白活性的影响. 东北林业大学学报, 2014, 42 (11) : 43-46. Zhang K, Xu B, Meng Z J, et al. Effect of copper and cadmium on defensive protein activity in Poplar leaves. Journal of Northeast Forestry University, 2014, 42 (11) : 43-46.[9] Minglin L, Yuxiu Z, Tuanyao C. Identification of genes up-regulated in response to Cd exposure in Brassica juncea L. Gene, 2005, 363 (1) : 151-158.[10] Romero-Puertas M C, Corpas F J, Rodriguez-Serrano M, et al. Differential expression and regulation of antioxidative enzymes by cadmium in pea plants. J Plant Physiol, 2007, 164 (10) : 1346-1357.[11] Brahim L, Mohamed M. Effects of copper stress on antioxidative enzymes, chlorophyll and protein content in Atriplex halimus. African Journal of Biotechnology, 2011, 10 (50) : 10143-10148.[12] 崔宏莉, 解静芳, 杨彪, 等.污灌与镉胁迫对菠菜几种抗氧化酶活性的影响. 生态毒理学报, 2010, 5 (2) : 274-279. Cui H L, Xie J F, Yang B. Effects of sewage irrigation and cadmium stresses on the activities of several antioxidant enzymes of spinach. Asian Journal of Ecotoxicology, 2010, 5 (2) : 274-279.[13] Huang H, Gupta D K, Tian S, et al. Lead tolerance and physiological adaptation mechanism in roots of accumulating and non-accumulating ecotypes of Sedum alfredii. Environ Sci Pollut Res, 2012,19 (5) : 1640-1651.[14] 张玉秀, 金玲, 冯珊珊, 等. 镉对镉超累积植物龙葵抗氧化酶活性及基因表达的影响,中国科学院研究生院学报, 2013, 30 (1) : 11-17. Zhang Y X, Jin L, Feng S S, et al. Effects of Cd on activity and gene expression of antioxidant enzymes in hyperaccumulator Solanum nigrum L. Journal of Graduate University of Chinese Academy of Sciences, 2013, 30 (1) : 11-17.[15] Potters G, Horemans N, Jansen M A. The cellular redox state in plant stress biologya charging concept. Plant Physiol Biochem, 2010, 48 (5) : 292-300.[16] Wójcik M, Tukiendorf A. Glutathione in adaptation of Arabidopsis thaliana to cadmium stress. Biol Plantarum, 2011, 55 (1) : 125-132.[17] 张宏杰. 铜、铅胁迫对红花生长发育及GSH表达的影响. 河南: 河南师范大学, 生命科学学院,2013. Zhang H J. Effects of Copper and Lead Stress on the Growth and Development and the Expession of Glutathione in Safflower. Henan: Henan Normal University, School of Life Sciences,2013.[18] 齐君, 吕金印, 李鹰翔, 等. Cr3+胁迫对青菜中植物络合素含量及AsA-GSH 代谢关键酶活性的影响. 农业环境科学学报, 2012, 31 (7) : 1303-1309. Qi J, Lv J Y, Li Y X, et al. Effects of chromium stress on the content of phytochelatins and the activities of key enzymes of ascorbate-glutathione cycle in Brassica chinensis L. Journal of Agro-Environment Science, 2012, 31 (7) : 1303-1309.[19] 张浩,陆宁,钱晓刚,等.不同类型土壤重金属胁迫对烟叶脯氨酸含量的影响. 贵州农业科学, 2014, 42 (1) : 127-131. Zhang H, Lu N, Qian X G, et al. Effects of different concentrations of heavy metals on tobacco proline content in four soil types. Guizhou Agricultural Sciences, 2014, 42 (1) : 127-131.[20] Gohari M, Habib-Zadeh A R, Khayat M. Assessing the intensity of tolerance to lead and its effect on amount of protein and proline in root and aerial parts of two varieties of rape seed (Brassica napus L.). Journal of Basic and Applied Scientific Research, 2012, 2 (1) : 935-938.[21] John R, Ahmad P, Gadgil K, et al. Heavy metal toxicity: effect on plant growth, biochemical parameters and metal accumulation by Brassica juncea L. International Journal of Plant Production, 2009, 3 (3) :65-76.[22] Fidalgo F, Azenha M, Silva A F, et al. Copper-induced stress in Solanum nigrum L. and antioxidant defense systemresponse. Food and Energy Security, 2013, 2 (1) :70-80.[23] Handique G K, Handique A K. Proline accumulation in lemongrass (Cymbopogon flexuosus Stapf.) due to heavy metal stress. Journal of Environmental Biology, 2009, 30 (2) :299-302.[24] Zhang J T, Xu M, Han K, et al. Effect of salt stress on plant nutrition and physiology of tamato seedings.Acta Agriculturae Bore-ali-occidentali Sinica, 2011, 20 (2) : 128-133.[25] 阮晨, 陈晓明, 刘小玲, 等. 4 种草坪植物成苗期Co(Ⅱ)耐受性综合评价, 核农学报, 2015, 29 (4):777-785. Ruan C, Chen X M, Liu X L, et al. Effects of salinity stress on growth an organic osmolytes accumulation of callus and tissue culture seedlings of two malus. Journal of Nuclear Agricultural Sciences, 2015, 29 (4) :777-785.[26] 丁晓辉,任丽萍,张春荣, 等. Cd2+胁迫对紫花苜蓿叶绿素和可溶性糖含量的影响. 华北农学报, 2007, 22 (增刊) : 64-66. Ding X H, Ren L P, Zhang C R, et al. Effect of Cd2+ stress on the content of chlorophyll and soluble sugar of alfalfa. Acta Agriculturae Boreali-Sinica, 2007, 22 (Suppl) : 64-66.[27] 张呈祥. 六种地被植物对镉、铅胁迫的响应及积累特性. 山东: 山东农业大学, 资源与环境学院,20112. Zhang C X. Stress responses and accumulation of cadium and lead by six kings of groundcover plants. Shandong : Shandong Agricultural University, College of Resources and Environment,2012.[28] Margoshes M, Vallee B L. A cadmium protein from equine kidney cortex, Journal of the American Chemical Society, 1957, 79 (17) : 4813–4814.[29] Du J, Yang J L, Li C H. Advances in metallotionein studies in forest trees. Plant OMICS, 2012, 5 (1) : 46-51.[30] Lane B, Kajioka R, Kennedy T. The wheat-germ Ec protein is a zinc-containing metallothionein, Biochem Cell Biol, 1987, 65 (11) : 1001-1005.[31] Lv Y Y, Deng X P, Quan L T, et al. Metallothioneins BcMT1 and BcMT2 from Brassica campestris enhance tolerance to cadmium and copper and decrease production of reactive oxygen species in Arabidopsis thaliana. Plant Soil, 2013, 367 (1-2) : 507-519.[32] Turchia A, Tamantinib I, Camussia A M, et al. Expression of a metallothionein A1 gene of Pisum sativum in white poplar enhances tolerance and accumulation of zinc and copper. Plant Science, 2012, 183 (1) : 50-56.[33] Xia Y, Qi Y, Yuan Y X, et al. Overexpression of Elsholtzia haichowensis metallothionein 1 (EhMT1) in tobacco plants enhances copper tolerance and accumulation in root cytoplasm and decreases hydrogen peroxide production. Journal of Hazardous Materials, 2012, 233-234 (1) : 65-71.[34] Ferraz P, Fidalgo F, Almeida A, et al. Phytostabilization of nickel by the zinc and cadmium hyperaccumulator Solanum nigrum L. Are metallothioneins involved. Plant Physiology and Biochemistry, 2012, 57 (1) : 254-260.[35] Kim Y O, Patel D H, Lee D S, et al. High cadmium-binding ability of a novel Colocasia esculenta metallothionein increases cadmium tolerance in Escherichia coli and tobacco bioscience. Biosci Biotechnol Biochem, 2011, 75 (10) : 1912-1920.[36] Kim Y O, Jung S, Kim K, et al. Role of pCeMT, a putative metallothionein from Colocasia esculenta, in response to metal stress plant. Physiol Biochem, 2013, 64 (1) : 25-32.[37] Sekhar K, Priyanka B, Reddy V D, et al. Metallothionein 1 (CcMT1) of pigeonpea (Cajanus cajan L.) confers enhanced tolerance to copper and cadmium in Escherichia coli and Arabidopsis thaliana. Environmental and Experimental Botany, 2011, 72 (2) : 131-139.[38] Nezhad R M, Shahpiri A, Mirlohi A. Heterologous expression and metal-binding characterization of a type 1 metallothionein isoform (OsMTI-1b) from rice (Oryza sativa). Protein J, 2013, 32 (2) : 131-137.[39] Guo J L, Xu L P, Su Y C, et al. ScMT2-1-3, a metallothionein gene of sugarcane, plays an important role in the regulation of heavy metal tolerance/accumulation. BioMed Research International, 2013, 1 (1) : 1-12.[40] Manara A. Plant responses to heavy metal toxicity. Plants and Heavy Metals, 2012, 2 (1) : 27-53.[41] Gupta D K, Vandenhove H, Inouhe M. Role of phytochelatins in heavy metal stress and detoxification mechanisms in plants. Heavy Metal Stress in Plants, 2013, 1 (1) : 73-94.[42] Heiss S, Wachter A, Bogs J, et al. Phytochelatin synthase (PCS) protein is induced in Brassica juncea leaves after prolonged Cd exposure. Journal of Experimental Botany, 2003, 54 (389) : 1833-1839.[43] Szalai G, Krantev A, Yordanova R, et al. Influence of salicylic acid on phytochelatin synthesis in Zea mays during Cd stress. Turkish Journal of Botany, 2013, 37 (4) : 708-714.[44] Batista B L, Nigar M, Mestrot A, et al. Identification and quantification of phytochelatins in roots of rice to long-term exposure: evidence of individual role on arsenic accumulation and translocation. The Journal of Experimental Botany, 2014, 65 (6): 1467-1479.[45] Guo J B, Xu W Z, Ma M. The assembly of metals chelation by thiols and vacuolar compartmentalization conferred increased tolerance to and accumulation of cadmium and arsenic in transgenic Arabidopsis thaliana. Journal of Hazardous Materials, 2012, 1 (199-200) : 309-313.[46] Gaillard S, Jacquet H, Vavasseur A, et al. AtMRP6 AtABCC6 an ATP-binding cassette transporter gene expressed during early steps of seedling development and up-regulated by cadmium in Arabidopsis thaliana. BMC Plant Biology, 2008, 8 : 1-11.[47] Chen S X, Sánchez-Fernández R, Lyver E R, et al. Functional Characterization of AtATM1, AtATM2, and AtATM3, a subfamily of Arabidopsis half-molecule ATP-binding cassette transporters implicated in iron homeostasis. The Journal of Biological Chemistry, 2007, 282 (29) : 21561-21571.[48] 邵若玄, 沈忆珂, 周文彬, 等. 植物ATP结合盒(ABC)转运蛋白研究进展. 浙江农林大学学报, 2013, 30 (5) : 761-768. Shao R X, Shen Y K, Zhou W B, et al. Recent advances for plant ATP-binding cassette transporters. Journal of Zhejiang Forest University, 2013, 30 (5) : 761-768.[49] Lee M, Lee K, Lee J, et al. AtPDR12 contributes to lead resistance in arabidopsis. Plant Physiol, 2005, 138 (2) : 827-836.[50] 金枫, 王翠, 林海建, 等. 植物重金属转运蛋白研究进展. 应用生态学报, 2010, 21 (7) : 1873-1882. Jin F, Wang C, Lin H J, et al. Heavy metal-transport proteins in plants : A review. Chinese Journal of Applied Ecology, 2010, 21 (7) : 1873-1882.[51] Rastgoo L, Alemzadeh A, Afsharifar A. Isolation of two novel isoforms encoding zinc- and copper-transporting P1B-ATPase from gouan (Aeluropus littoralis). Journal Plant Omics, 2011, 4 (7): 377-383.[52] Wong C K E, Cobbett C S. HMA P-type ATPases are the major mechanism for root-to-shoot Cd translocation in Arabidopsis thaliana. New Phytologist, 2009, 181 (1) : 71-78.[53] Takahashi R, Ishimaru Y, Shimo H, et al. The OsHMA2 transporter is involved in root-to-shoot translocation of Zn and Cd in rice. Plant Cell Environ, 2012, 35 (11) : 1948-1957.[54] Grispen M J V, Hakvoort H W J, Bliek T, et al. Combined expression of the Arabidopsis metallothionein MT2b and the heavy metal transporting ATPase HMA4 enhances cadmium tolerance and the root to shoot translocation of cadmium and zinc in tobacco. Environmental and Experimental Botany, 2011, 72 (1): 71-76.[55] Mills R F, Peaston K A, Runions J, et al. HvHMA2, a P1B-ATPase from barley, is highly conserved among cereals and functions in Zn and Cd transport. Plos One, 2012, 7 (8) : 1-14.[56] Andrés-Colás N, Perea-Garcia A, Puig S, et al. Deregulated copper transport affects Arabidopsis development especially in the absence of environmental cycles. Plant Physiology, 2010, 153 (1) : 170-184.[57] Wong C K E, Jarvis R S, Sherson S M, et al. Functional analysis of the heavy metal binding domains of the Zn/Cd-transporting ATPase, HMA2, in Arabidopsis thaliana. New Phytologist, 2009, 181 (1) : 79-88.[58] Mills R F, Francini A, Ferreira da Rocha P S, et al. The plant P1B-type ATPase AtHMA4 transports Zn and Cd and plays a role in detoxification of transition metals supplied at elevated levels. FEBS Letters, 2005, 579 (3) :783-791.[59] Satoh-Nagasawa N, Mori1 M, Nakazawa N, et al. Mutations in rice (Oryza sativa) heavy metal ATPase 2 (OsHMA2) restrict the translocation of zinc and cadmium. Plant Cell Physiol, 2012, 53 (1) : 213-224.[60] Bkgaard L, Mikkelsen M D, Sørensen D M, et al. A combined zinc/cadmium sensor and zinc/cadmium export regulator in a heavy metal pump. The Journal of Biological Chemistry, 2010, 285 (41) : 31243-31252.[61] Morel M, Crouzet J, Gravot A, et al. AtHMA3, a P1B-ATPase allowing Cd/Zn/Co/Pb vacuolar storage in Arabidopsis. Plant Physiology, 2009, 149 (2) : 894-904.[62] Takahashi R, Bashir K, Ishimaru Y, et al. The role of heavy-metal ATPases, HMAs, in zinc and cadmium transport in rice. Plant Signaling Behavior, 2012, 7 (12) : 1605-1607.[63] 单喆. 星星草PutCAX2在酵母中表达的功能解析. 哈尔滨: 东北林业大学, 生命科学学院,2012. Shan Z. Expression of a cation/H+ exchanger of Puccinellia tenuiflora, PutCAX2, confers Ca2+ and Ba2+ tolerance in yeast. Haerbin : Northeast Forestry University, School of Life Sciences,2012.[64] Khoudi H, Maatar Y, Gouiaa S, et al. Transgenic tobacco plants expressing ectopically wheat H+-pyrophosphatase (H+-PPase) gene TaVP1 show enhanced accumulation and tolerance to cadmium. Journal of Plant Physiology, 2012, 169 (1) : 98-103.[65] Mei H, Cheng N H, Zhao J, et al. Root development under metal stress in Arabidopsis thaliana requires the H+/cation antiporter CAX4. New Phytologist, 2009, 183 (1) : 95-105.[66] Wu Q Y, Shigakib T, Williamsa K A, et al. Expression of an Arabidopsis Ca2+/H+ antiporter CAX1 variant in petunia enhances cadmium tolerance and accumulation. Journal of Plant Physiology, 2011, 168 (2) : 167-173.[67] Krämer U, Talke I N, Hanikenne M. Transition metal transport. FEBS Lett, 2007, 581 (12) : 2263-2272.[68] Yuan L Y, Yang S G, Liu B X, et al. Molecular characterization of a rice metal tolerance protein, OsMTP1. Plant Cell Rep, 2012, 31 (1) : 67-79.[69] Muthukumar B, Yakubov B, Salt D E. Transcriptional activation and localization of expression of Brassica juncea putative metal transport protein BjMTP1. BMC Plant Biology 2007, 7 (32) : 1-12.[70] 龚红梅, 沈野. 植物对重金属锌耐性机理的研究进展. 西北植物学报, 2010, 30(3):633-644. Gong H M, Shen Y. Research progress in mechanisms of plant tolerance to zinc, Acta Bot Boreal-Occident Sin, 2010, 30(3):633-644.[71] Gustin J L, Loureiro M E, Kim D, et al. MTP1-dependent Zn sequestration into shoot vacuoles suggests dual roles in Zn tolerance and accumulation in Zn-hyperaccumulating plants. The Plant Journal, 2009, 57 (6) : 1116-1127.[72] Kawachi M, Kobae Y, Mori H, et al. A mutant strain Arabidopsis thaliana that lacks vacuolar membrane zinc transporter MTP1 revealed the latent tolerance to excessive zinc. Plant Cell Physiol, 2009, 50 (6) : 1156-1170.[73] Thomine S, Lelièvre F, Debarbieux E, et al. AtNRAMP3, a multispecific vacuolar metal transporter involved in plant responses to iron deficiency. Plant J, 2010, 107 (22) : 10296-10301[74] 郝梦雨, 印度荠菜 BjCRP1 基因的克隆、表达与抗逆性分析. 河北 : 河北农业大学, 生命科学学院,2010. Hao M Y. Cloning, expression and stress resistance analysis of BjCRP1 gene from Brassica juncea L. Hebei : Agricultural University of Hebei Province, School of Life Sciences,2012.[75] Thomine S, Wang R, Ward J M, et al. Cadmium and iron transport by members of a plant metal transporters family in Arabidopsis with homology to Nramp genes. Proc Natl Acad Sci USA, 2000, 97 (9) : 4991-4996.[76] Thomine S, Lelièvre F, Debarbieux E, et al. AtNRAMP3, a multispecific vacuolar metal transporter involved in plant responses to iron deficiency. The Plant Journal, 2003, 34 (5) : 685-695.[77] Nishida S, Tsuzuki C, Kato A, et al. AtIRT1, the primary ironuptake transporter in the root, mediates excess nickel accumulation in Arabidopsis thaliana. Plant Cell Physiol, 2011, 52 (8) : 1433-1442.[78] Assunçãoa A G L, Herreroa E, Lina Y F, et al. Arabidopsis thaliana transcription factors bZIP19 and bZIP23 regulate the adaptation to zinc deficiency. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2010, 107 (22) : 10296-10301.[79] Lin Y F, Liang H M, Yang S Y, et al. Arabidopsis IRT3 is a zinc-regulated and plasma membrane localized zinc/iron transporter. New Phytologist, 2009, 182 (2) : 392-404.[80] Suzuki M, Kobayashi1 T, Takahashi M, et al. OsZIP4, a novel zinc-regulated zinc transporter in rice. Journal of Experimental Botany, 2005, 56 (422) : 3207-3214.[81] Barberon M, Dubeaux G, Kolb C, et al. Polarization of iron-regulated transporter 1 (IRT1) to the plant-soil interface plays crucial role in metal homeostasis. Proc Natl Acad Sci USA, 2014, 111 (22) : 8293-8298.[82] Peñarrubia L, Andrés-Colás N, Moreno J, et al. Regulation of copper transport in Arabidopsis thaliana: a biochemical oscillator. Journal of Biological Inorganic Chemistry 2010, 15 (1) : 29-36.[83] Sancenon V, Puig S, Mateu-Andres I, et al. The Arabidopsis copper transporter COPT1 functions in root elongation and pollen development. Journal of Biological Chemistry, 2004, 279 (15) : 15348-15355.[84] Klaumann S, Nickolaus S D, Furst S H,et al. The tonoplast copper transporter COPT5 acts as an exporter and is required for interorgan allocation of copper in Arabidopsis thaliana. New Phytologist, 2011, 192 (2) : 393-404.[85] Garcia-Molina A, Andrés-Colás N, Perea-Garcia A, et al. The intracellular Arabidopsis COPT5 transport protein is required for photosynthetic electron transport under severe copper deficiency. Plant Journal, 2011, 65 (6) : 848-860.[86] Andrés-Colás N, Perea-Garcia A, Puig S, et al. Deregulated copper transport affects Arabidopsis development especially in the absence of environmental cycles. Plant Physiology, 2010, 153 (1) : 170-184.[87] 喻丝丝, 魏林艳, 谢华安, 等. MATE转运蛋白在水稻抗逆作用中的研究进展. 福建农业学报, 2014, 29 (4) :398-405. Yu S S, Wei L Y, Xie A H, et al. Progress on MATE transporters of stress resistance in rice. Fujian Journal of Agricultural Sciences, 2014, 29 (4) :398-405.[88] Rogers E E, Guerinot M L. FRD3, a member of the multidrug and toxin efflux family, controls iron deficiency responses in Arabidopsis. Plant Cell, 2002, 14 (8) : 1787-1799.[89] 郭凡瑜. 异源表达SbMATE基因提高苜蓿耐铝特性的研究. 西南大学, 生命科学学院,2013. Guo F Y. Ectopic expression of SbMATE gene to improve the aluminum tolerance in Alfalfa. Southwest University, School of Life Sciences,2013.[90] Yokosho K, Yamajl N, Ma J F. An Al-inducible MATE gene is involved in external detoxification of Al in rice. The Plant Journal, 2011, 68 (6) : 1061-1069.[91] 张建军,胥华伟,周晓垂, 等.非生物胁迫下水稻OsMATE基因表达分析. 热带亚热带植物学报, 2010, 18 (4) : 435-439. Zhang J J, Xu H W, Zhou X C, et al. Expression analysis of OsMATE in rice under abiotic stresses. Journal of Tropicaland Subtropical Botany, 2010, 18 (4) : 435-439.[92] 王甲水. MaMATE1 基因功能的初步研究. 海南大学, 生命科学学院,2010. Wang J S, Function characterization of MaMATE1, a member of the MATE family from Musa acuminate, Hainan University, School of Life Sciences,2010.[93] 陈安乐. 大豆发根转化方法的建立及 GmFRD3 在大豆耐铝性中的作用. 吉林大学, 植物科学学院,2014. Chen A L. Establishment of the agrobacterium rhizogenes-mediated transformation of soybean and function of GmFRD3 under Al stress in soybean. Jilin University, School of Plant Sciences,2014.[94] Schaaf G, Ludewig U, Erenoglu B E, et al. ZmYS1 functions as a proton-coupled symporter for phytosiderophore- and nicotianamine-chelated metals. J Biol Chem, 2004, 279 (10) : 9091-9096.[95] Curie C, Cassin G, Couch D, et al. Metal movement within the plant: contribution of nicotianamine and yellow stripe 1-like transporters. Annals of Botany, 2009, 103 (1) : 1-11.[96] Gendre D, Czernic P, Conéjéro G, et al. TcYSL3, a member of the YSL gene family from the hyperaccumulator Thlaspi caerulescens, encodes a nicotinamine-Ni/Fe transporter. Plant J, 2006, 49 (1) : 1-15.[97] Krämer U, Smith R D, Wenze W W, et al. The role of metal transport and tolerance in nickel hyperaccumulation by Thlaspi goesingense Halacsy. Plant Physiol, 1997, 115 (4) : 1641-1650.[98] Schaaf G, Schikora A, Häberle J, et al. A putative function for the Arabidopsis Fe-Phytosiderophore transporter homolog AtYSL2 in Fe and Zn homeostasis. Plant Cell Physiol, 2005, 46 (5) : 762-774.[99] DiDonato R J Jr, Roberts L A, Sanderson T, et al. Arabidopsis yellow stripe-like2 (YSL2) : a metal-regulated gene encoding a plasma membrane transporter of nicotianamine-metal complexes. Plant J, 2004, 39 (3) : 403-414.