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一种猕猴桃组培快速繁殖培养基及方法与流程

来源：花匠小妙招时间：2024-12-20 21:20

本发明涉及植物组织培养技术领域，具体来说，涉及一种猕猴桃组培快速繁殖培养基及方法。

背景技术

猕猴桃属猕猴桃科，猕猴桃属落叶藤本植物，是一种重要的经济林木和果树。猕猴桃富含vc、矿物质和花青苷等营养物质，营养价值和药用价值高。近年来，被广泛用于鲜果、饮料、保健用品等食用形式，市场需求量较大。推广种植可满足更多消费者的需求，增加果农的经济收益。然而，其播种繁殖生长周期长、始花年龄长，不利于快速形成猕猴桃的市场价值。

组织培养是一种无性系快速繁殖方法，具有繁殖周期短、遗传稳定性好、繁殖系数大等特点。但是猕猴桃传统组培生根困难，易产生变态根、气生根，根部易长愈伤组织，导致练苗成活率极低。

针对相关技术中的问题，目前尚未提出有效的解决方案。

技术实现要素：

针对相关技术中的上述技术问题，本发明提出一种猕猴桃组培快速繁殖培养基及方法，能够解决上述技术问题。

为实现上述技术目的，本发明的技术方案是这样实现的：

一种猕猴桃组培快速繁殖方法,包括以下步骤:

s1.选择猕猴桃当年生的枝条和/或幼嫩叶片作为外植体；

s2.外植体处理,具体包括以下步骤:

当选择枝条作为外植体时，除去枝条茎段上的叶片保留腋芽或剥取茎尖经过消毒处理后，接入诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基中，放置在培养室培养；

当选择幼嫩叶片作为外植体时，将幼嫩叶片消毒处理后，接入诱导叶片分化愈伤组织培养基中，放置在培养室培养；接种后分化出的愈伤组织大小为0.8cm2-2.5cm2时,转接至诱导愈伤组织分化丛生芽培养基中；

s3.继代增殖培养，具体包括以下步骤：

当选择枝条作为外植体时，外植体腋芽、茎尖生长至1.0cm-2.5cm，并伴有2-5片新叶产生时，剪下新芽转接至丛生芽增殖培养基进行扩繁，得到继代丛生芽；

当选择幼嫩叶片作为外植体时，幼嫩叶片的愈伤组织先分化出不定芽，不定芽长成成高2-4cm的试管苗，将试管苗转接至丛生芽增殖培养基进行扩繁，得到继代丛生芽；

s4.生根，具体包括以下步骤：

将继代丛生芽生长成的幼苗转接至无糖组培诱导不定根培养基中，培养室co2浓度为1000ppm-1500ppm，无糖组培诱导不定根培养基配方：nh4no316.5mg/l,kno319mg/l,mgso4·7h2o3.7mg/l,kh2po41.7mg/l,cacl2·2h2o4.4mg/l,ki0.083mg/l,h3bo30.62mg/l,mnso4·4h2o2.23mg/l,znso4·7h2o0.86mg/l,na2mno4·2h2o0.025mg/l,cuso4·5h2o0.0025mg/l,cocl2·6h2o0.0025mg/l,feso4·7h2o2.78mg/l,na2-edta·2h2o3.73mg/l；

s5.生根后的幼苗直接移栽至营养钵或大田中。

进一步地，诱导叶片分化愈伤组织培养基的配方为：ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0.8-1.2mg/l，2,4-二氯苯氧乙酸0.3-0.6mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l。

进一步地，诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基配方为：ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0-0.5mg/l，萘乙酸0.1-0.3mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l。

进一步地，诱导愈伤组织分化丛生芽培养基配方为：ms培养基1升，玉米素2.0-2.5mg/l，萘乙酸0.1mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l。

进一步地，丛生芽增殖培养基配方为：ms培养基1升，萘乙酸0.1-0.4mg/l，6-苄氨基腺嘌呤0.6-1.0mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l。

根据权利要求1所述一种猕猴桃组培快速繁殖方法，其特征在于，步骤s4所述的培养室的室内光照20000lx，湿度50％-90％，温度25℃-28℃，培养室内换气15min/h，气流量90ml/min-180ml/min。

一种猕猴桃组培快速繁殖培养基，包括诱导叶片分化愈伤组织培养基、诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基、诱导愈伤组织分化丛生芽培养基、丛生芽增殖培养基、无糖组培诱导不定根培养基，其中，

诱导叶片分化愈伤组织培养基的配方为：ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0.8-1.2mg/l，2,4-二氯苯氧乙酸0.3-0.6mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；

诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基配方为：ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0-0.5mg/l，萘乙酸0.1-0.3mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；

诱导愈伤组织分化丛生芽培养基配方为：ms培养基1升，玉米素2.0-2.5mg/l，萘乙酸0.1mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；

丛生芽增殖培养基配方为：ms培养基1升，萘乙酸0.1-0.4mg/l，6-苄氨基腺嘌呤0.6-1.0mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；

无糖组培诱导不定根培养基配方为：nh4no316.5mg/l,kno319mg/l,mgso4·7h2o3.7mg/l,kh2po41.7mg/l,cacl2·2h2o4.4mg/l,ki0.083mg/l,h3bo30.62mg/l,mnso4·4h2o2.23mg/l,znso4·7h2o0.86mg/l,na2mno4·2h2o0.025mg/l,cuso4·5h2o0.0025mg/l,cocl2·6h2o0.0025mg/l,feso4·7h2o2.78mg/l,na2-edta·2h2o3.73mg/l。

进一步地，包括诱导叶片分化愈伤组织培养基、诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基、诱导愈伤组织分化丛生芽培养基、丛生芽增殖培养基、无糖组培诱导不定根培养基，其中，

诱导叶片分化愈伤组织培养基的配方：ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤1.0mg/l，2,4-二氯苯氧乙酸0.4mg/l，蔗糖30g/l，琼脂5.8g/l；

诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基配方：ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0.4mg/l，萘乙酸0.1mg/l，蔗糖30g/l，琼脂5.8g/l；

诱导愈伤组织分化丛生芽培养基配方：ms培养基1升，玉米素2.0mg/l，萘乙酸0.1mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；

丛生芽增殖培养基配方：ms培养基1升，萘乙酸0.2mg/l，6-苄氨基腺嘌呤0.8-1.0mg/l，蔗糖30g/l，琼脂5.8g/l；

本发明的有益效果：通过采用内源激素生根法，将无糖营养液置于特定培养容器中，人工控制微环境，既可缩短生根练苗周期，还可以提高移栽成活率。生长旺盛，根系庞大，无需练苗，直接移栽至营养钵或大田中。本发明的无糖生根方法的生产效率是传统有糖生根方法的18倍以上，大大提高了猕猴桃脱毒苗规模化生产的生产效率。

具体实施方式

下面将对本发明实施例中的技术方案进行清楚、完整地描述，显然，所描述的实施例仅仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实施例，本领域普通技术人员所获得的所有其他实施例，都属于本发明保护的范围。

ms培养基作为本发明的基本培养基，为本领域技术人员的公知常识，所含有的组分及含量如表1：

表1ms培养基

猕猴桃组培快速繁殖方法,包括以下步骤:

s1.春夏季(3月-8月)的正午前后取猕猴桃当年生的枝条或幼嫩叶片作为外植体，或者同时选择枝条和幼嫩叶片作为外植体；

s2.外植体处理,具体包括以下步骤:

当选择枝条作为外植体时，除去茎段上的叶片(保留腋芽)或剥取茎尖，先用自来水冲洗干净，再用洗洁精浸泡洗15min-20min。然后在流水下冲洗2h左右。冲洗干净后在超净工作台上进行消毒处理。消毒处理先用0.1％升汞消毒8min-10min，用无菌水冲洗4-5遍。再用70％-75％的酒精消毒30s，后用无菌水冲洗3-4遍。随后置于无菌滤纸上吸干。在超净台上用灭菌后的剪刀将茎段切成0.8-1.5cm的小段，每小段含至少一个腋芽；用灭菌后的镊子剥掉茎尖最外层叶片。然后将其接入已配好的诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基中。每瓶(体积500ml)接2-4棵。放置在人工控制微环境的培养室培养。初期培养光照不能高于5000lx，否则外植体易干枯死亡，其中诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基的配方为ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0-0.5mg/l，萘乙酸0.1-0.3mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；其中，诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基配方：ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0-0.5mg/l，萘乙酸0.1-0.3mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l。

当选择幼嫩叶片作为外植体时，选取幼嫩叶片，先在自来水下用软毛刷刷洗干净，再用洗洁精浸泡洗10min-15min。然后在流水下冲洗2h左右。冲洗干净后在超净工作台上进行消毒处理。消毒处理先用0.1％升汞消毒6min-9min，用无菌水冲洗4-5遍。再用70％-75％的酒精消毒30s，后用无菌水冲洗3-4遍。随后置于无菌滤纸上吸干。在超净台上用灭菌后的剪刀将叶片剪成0.8cm2-1.2cm2的小块，剪掉叶缘、叶尖、黄叶等高度分化或不新鲜的部分。然后将其接入已配好的诱导叶片分化愈伤组织培养基中。接种时注意叶片正面朝上，平放或部分插入培养基，每瓶接3-4个。然后放置在人工控制微环境的培养室培养。初期培养无需光照或光照不能高于5000lx，否则外植体或愈伤组织易褐化、干枯，其中诱导叶片分化愈伤组织培养基的配方为ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0.8-1.2mg/l，2,4-二氯苯氧乙酸0.3-0.6mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；叶片接种后10-20d，开始分化出愈伤组织，20d-40d愈伤组织大小达到0.8cm2-2.5cm2，在超净工作台上转接至诱导愈伤组织分化丛生芽培养基中。15-20d左右愈伤组织开始由黄绿色变为绿色，其表面同时开始出现不同程度的颗粒状突起，30d-40d这些突起开始陆续分化出数量不等的不定芽，芽的分化率可达90％以上(每块愈伤组织可产生2-8个最终可发育成苗的有效芽)。不定芽产生后生长较快，50d即可长成高2-4cm的试管苗，分化出3-5片幼叶。其中，诱导愈伤组织分化丛生芽培养基配方：ms培养基1升，玉米素2.0-2.5mg/l，萘乙酸0.1mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l。

s3.继代增殖培养，具体包括以下步骤：

当选择枝条作为外植体时，外植体接种后7-10d，腋芽开始萌发、茎尖开始生长。18d左右腋芽/茎尖生长至1.0cm-2.5cm，并伴有2-5片新叶产生。在超净工作台上，剪下新芽转接至丛生芽增殖培养基上进行扩繁，每瓶10株。7d-10d每个新芽会增殖出2-5棵试管苗。20d左右增殖苗长至1cm-5cm大小不等的高度后，转接至相同培养基继代增殖即可。每瓶可扩增2-4瓶；其中，丛生芽增殖培养基配方：ms培养基1升，萘乙酸0.1-0.4mg/l，6-苄氨基腺嘌呤0.6-1.0mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l。

当选择幼嫩叶片作为外植体时，将步骤2中的试管苗转接至丛生芽增殖培养基中，每瓶10株，20d左右每个新芽会增殖出2-5棵1cm-5cm大小不等的试管苗，然后转接至相同培养基继代增殖即可，每瓶可扩增2-4瓶；其中，丛生芽增殖培养基配方：ms培养基1升，萘乙酸0.1-0.4mg/l，6-苄氨基腺嘌呤0.6-1.0mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l。

s4.生根，具体包括以下步骤：

将继代丛生芽生长成的幼苗转接至无糖组培诱导不定根培养基中，无糖组培诱导不定根培养基配方：nh4no316.5mg/l,kno319mg/l,mgso4·7h2o3.7mg/l,kh2po41.7mg/l,cacl2·2h2o4.4mg/l,ki0.083mg/l,h3bo30.62mg/l,mnso4·4h2o2.23mg/l,znso4·7h2o0.86mg/l,na2mno4·2h2o0.025mg/l,cuso4·5h2o0.0025mg/l,cocl2·6h2o0.0025mg/l,feso4·7h2o2.78mg/l,na2-edta·2h2o3.73mg/l；培养室co2浓度为1000ppm-1500ppm，室内光照20000lx，湿度50％-90％，温度25℃-28℃，co2浓度1000ppm-1500ppm，培养盒内强制换气15min/h，气流量90ml/min-180ml/min。

s5.生根后的幼苗直接移栽至营养钵或大田中，无需练苗。

实施例1：

一种猕猴桃快速繁殖培养基，包括诱导叶片分化愈伤组织培养基、诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基、诱导愈伤组织分化丛生芽培养基、丛生芽增殖培养基、无糖组培诱导不定根培养基，其中，

诱导叶片分化愈伤组织培养基：ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0.8-1.2mg/l，2,4-二氯苯氧乙酸0.3-0.6mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；配制时，先量取ms培养基，添加6-苄氨基腺嘌呤、2,4-二氯苯氧乙酸，加入蔗糖，待蔗糖溶解后，调整ph到5.8-5.9之间，加入琼脂，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min，使用时，光照下培养(12h，2000lx)，培养温度为21-25℃。

实施例1-1：

诱导叶片分化愈伤组织培养基：先量取ms培养基1升，添加6-苄氨基腺嘌呤0.8mg，2,4-二氯苯氧乙酸0.3mg，加入蔗糖25g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.8，加入琼脂5.8g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实施例1-2：

诱导叶片分化愈伤组织培养基：先量取ms培养基1升，添加6-苄氨基腺嘌呤1.2mg，2,4-二氯苯氧乙酸0.6mg，加入蔗糖30g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.9，加入琼脂6g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实施例1-3：

诱导叶片分化愈伤组织培养基：先量取ms培养基1升，添加6-苄氨基腺嘌呤1.0mg，2,4-二氯苯氧乙酸0.5mg，加入蔗糖27g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.9，加入琼脂5.9g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实验一：通过不同外源植物激素或植物生长调节剂分析对比对叶片分化愈伤组织生长的影响：

按照不同外源植物激素或植物生长调节剂及不同使用量做10组对比试验，如表2所示，每组做3个平行试样，10组对比试验中ms培养基、蔗糖添加量、琼脂添加量均相同蔗糖30g/l，琼脂5.8g/l，都采用相同的制备工艺。

表2：10组诱导叶片分化愈伤组织培养基

试验观察和数据统计分析后得出：c组处理愈伤组织生长最好，平均大小1.8cm2以上，分化率达95％以上，叶片呈黄绿色至浅绿色，褐化率、玻璃化率低。

实施例2：

诱导愈伤组织分化丛生芽培养基配方：ms培养基1升，玉米素2.0-2.5mg/l，萘乙酸0.1mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；配制时，先量取ms培养基，添加玉米素、萘乙酸，加入蔗糖，待蔗糖溶解后，调整ph到5.8-5.9之间，加入琼脂，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min，使用时，光照下培养(12h，2000lx)，培养温度为21-25℃。

实施例2-1：

诱导愈伤组织分化丛生芽培养基配方：先量取ms培养基1升，添加玉米素2.0mg，萘乙酸0.1mg，加入蔗糖25g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.8，加入琼脂5.8g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实施例2-2：

诱导愈伤组织分化丛生芽培养基配方：先量取ms培养基1升，添加玉米素2.5mg，萘乙酸0.1mg，加入蔗糖30g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.9，加入琼脂6.0g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实施例2-3：

诱导愈伤组织分化丛生芽培养基配方：先量取ms培养基1升，添加玉米素2.3mg，萘乙酸0.1mg，加入蔗糖26g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.9，加入琼脂5.9g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实验二：通过不同外源植物激素或植物生长调节剂分析对比对愈伤组织分化丛生芽的影响：

按照不同外源植物激素或植物生长调节剂及不同使用量做8组对比试验，如表3所示，每组做3个平行试样，8组对比试验中ms培养基、蔗糖添加量、琼脂添加量均相同蔗糖30g/l，琼脂5.8g/l，都采用相同的制备工艺。在121℃下高温高压灭菌21min，光照下培养(12h，10000lx-20000lx)，培养温度为21-25℃。

表3：8组诱导愈伤组织分化丛生芽培养基

试验观察和数据统计分析后得出：y2组处理愈伤组织诱导从生芽最好，每愈伤块第一次可诱导2-6株芽。再分化率达90％以上。40d左右将丛生芽转接至丛生芽增殖培养基中，将剩余愈伤组织继续转接至诱导愈伤组织分化丛生芽培养基中，每愈伤块第二次平均可诱导3株芽。再分化率同样达90％以上。40d后，同此方法继续转接，直至愈伤组织不再分化丛生芽为止。

实施例3：

诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基配方：ms培养基1升，6-苄氨基腺嘌呤0-0.5mg/l，萘乙酸0.1-0.3mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；配制时，先量取ms培养基，添加6-苄氨基腺嘌呤、萘乙酸，加入蔗糖，待蔗糖溶解后，调整ph到5.8-5.9之间，加入琼脂，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min，使用时，光照下培养(12h，2000lx)，培养温度为21-25℃。

实施例3-1：

诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基配方：先量取ms培养基1升，添加6-苄氨基腺嘌呤0mg，萘乙酸0.1mg，加入蔗糖25g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.8，加入琼脂5.8g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实施例3-2：

诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基配方：先量取ms培养基1升，添加6-苄氨基腺嘌呤0.5mg，萘乙酸0.3mg，加入蔗糖30g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.9，加入琼脂6g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实施例3-3：

诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基配方：先量取ms培养基1升，添加6-苄氨基腺嘌呤0.3mg，萘乙酸0.2mg，加入蔗糖27g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.9，加入琼脂5.9g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实验三：通过不同外源植物激素或植物生长调节剂分析对比对茎尖或腋芽萌发生长的影响：

按照不同外源植物激素或植物生长调节剂及不同使用量做16组对比试验，如表4所示，每组做3个平行试样，16组对比试验中ms培养基、蔗糖添加量、琼脂添加量均相同蔗糖30g/l，琼脂5.8g/l，都采用相同的制备工艺。

表4：16组诱导茎尖或腋芽萌发生长培养基

其中，每个处理中选用一半茎尖一半茎段，处理4为空白对照组，试验观察和数据统计分析后得出：2号处理组腋芽萌发率和茎尖生长率最高(含污染)。2号处理组腋芽萌发率28％，茎尖萌发率34％。

实施例4:

丛生芽增殖培养基配方：ms培养基1升，萘乙酸0.1-0.4mg/l，6-苄氨基腺嘌呤0.6-1.0mg/l，蔗糖25-30g/l，琼脂5.8-6g/l；配制时，先量取ms培养基，添加萘乙酸、6-苄氨基腺嘌呤，加入蔗糖，待蔗糖溶解后，调整ph到5.8-5.9之间，加入琼脂，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min，使用时，光照下培养(12h，2000lx)，培养温度为21-25℃。

实施例4-1：

丛生芽增殖培养基配方：先量取ms培养基1升，添加萘乙酸0.1mg，6-苄氨基腺嘌呤0.6mg，加入蔗糖25g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.8，加入琼脂5.8g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实施例4-2：

丛生芽增殖培养基配方：先量取ms培养基1升，添加萘乙酸0.4mg，6-苄氨基腺嘌呤1.0mg，加入蔗糖30g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.9，加入琼脂6g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实施例4-3：

丛生芽增殖培养基配方：先量取ms培养基1升，添加萘乙酸0.2mg，6-苄氨基腺嘌呤0.8mg，加入蔗糖28g，待蔗糖溶解后，调整ph到5.9，加入琼脂5.9g，加热使琼脂融化，在121℃下高温高压灭菌21min。

实验四：通过不同外源植物激素或植物生长调节剂分析对比对丛生芽增殖的影响：

按照不同外源植物激素或植物生长调节剂及不同使用量做8组对比试验，如表5所示，每组做3个平行试样，8组对比试验中ms培养基、蔗糖添加量、琼脂添加量均相同蔗糖30g/l，琼脂5.8g/l，都采用相同的制备工艺。在121℃下高温高压灭菌21min，光照下培养(12h，10000lx-20000lx)，培养温度为23-27℃。

表5：8组丛生芽增殖培养基

试验观察和数据统计分析后得出：j2、j3组处理增殖苗长势最好，增殖倍数为5。

增殖苗无玻璃化、褐化等现象。

丛生芽增殖培养过程中，随着继代次数的增加，逐渐降低植物外源激素和植物生长调节剂的用量。其中丛生芽增殖培养基继代5-7次以后，配方由原来的ms培养基1升，萘乙酸0.2mg/l，6-苄氨基腺嘌呤1.0mg/l，蔗糖30g/l，琼脂5.8g/l，逐代逐次调整为ms培养基1升，萘乙酸0.2mg/l，6-苄氨基腺嘌呤0.7mg/l，蔗糖20g/l，琼脂5.8g/l。

实施例5:

无糖组培诱导不定根培养基配方：nh4no316.5mg/l,kno319mg/l,mgso4·7h2o3.7mg/l,kh2po41.7mg/l,cacl2·2h2o4.4mg/l,ki0.083mg/l,h3bo30.62mg/l,mnso4·4h2o2.23mg/l,znso4·7h2o0.86mg/l,na2mno4·2h2o0.025mg/l,cuso4·5h2o0.0025mg/l,cocl2·6h2o0.0025mg/l,feso4·7h2o2.78mg/l,na2-edta·2h2o3.73mg/l，猕猴桃传统组培生根困难，易产生变态根、气生根，根部易长愈伤组织，导致练苗成活率极低。本发明采用无糖组培生根法，即无糖组培诱导不定根培养基中不加蔗糖、有机物、激素、琼脂等任何有机物质。采用内源激素生根法，将无糖组培诱导不定根培养基置于特定培养容器中，人工控制微环境，既可缩短生根练苗周期，还可以提高移栽成活率。

培养时，培养室内光照20000lx，湿度50％-90％，温度25℃-28℃，co2浓度1000ppm-1500ppm，培养盒内强制换气15min/h，气流量90ml/min-180ml/min。

通过本发明的无糖组培诱导不定根培养基与传统有糖生根培养基进行对比试验，试验结果件表6。

表6无糖组培诱导不定根培养基与传统有糖生根培养基生产效率对比

以上数据显示，采用内源激素生根法，将无糖营养液置于特定培养容器中，人工控制微环境，既可缩短生根练苗周期，还可以提高移栽成活率。无糖生根方法培养第7天开始生根，第10天30％生根，15天98％以上生根。20天-30天，苗高5cm-8cm，生长旺盛，根系庞大，无需练苗，直接移栽至营养钵或大田中。本发明无糖生根方法的生产效率是传统有糖生根方法的18倍以上，大大提高了猕猴桃脱毒苗规模化生产的生产效率。

以上所述仅为本发明的较佳实施例而已，并不用以限制本发明，凡在本发明的精神和原则之内，所作的任何修改、等同替换、改进等，均应包含在本发明的保护范围之内。